Diferencia entre revisiones de «Metabolismo de la xilosa»
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La D-xilosa es una aldosa de cinco carbonos (un monosacárido y pentosa) que puede ser catabolizada o metabolizada en varios productos útiles por una gran variedad de organismos.
Existen al menos cuatro rutas metabólicas para el catabolismo de la D-xilosa: en los microorganismos eucariotas existe una ruta oxidorreductasa. Los procariotas típicamente hacen uso de una ruta isomerasa, y entre estos últimos existen también dos rutas oxidativas llamadas ruta de Weimberg y ruta de Dahms.
Rutas
Ruta oxidorreductasa
Esta ruta se conoce también como la ruta xilosa reductasa-xilitol deshidrogenasa o ruta XR-XDH. Las dos primeras enzimas de esta vía metabólica son la xilosa reductasa (XR) y la xilitol deshidrogenasa (XDH). En esta vía la XR reduce a la D-xilosa a xilitol haciendo uso de NADH o NADPH como donantes de equivalentes de reducción. El xilitol luego se oxida a D-xilulosa por medio d ela XDH usando NAD como cofactor. En el último paso la D-xilulosa se fosforila por medio de la xilulosa quinasa (XK) haciendo uso de ATP, para producir D-xilulosa-5-fosfato que es un intermediario en la vía de las pentosas fosfato. Debido a la gran cantidad de cofactores que requiere esta vía metabólica, y al grado en que estos se encuentran disponibles para su uso, un desbalance de cofactores puede resultar en una acumulación del metabolito intermedio xilitol si la regeneración de NAD es insuficiente. Esto ocurre típicamente bajo condiciones limitadas de oxígeno o cuando se hace uso de levaduras que normalmente no fermentan la xilosa son modificadas genéticamente añadiéndoles esta ruta oxidorreductasa. Es bastante menos común en levaduras que naturalmente fermentan la xilosa, ya que estas poseen mecanismos para regenerar el NAD bajo condiciones limitadas de oxígeno.
Ruta isomerasa
En esta ruta, la enzima xilosa isomerasa convierte a la D-xilosa directametne en D-xilulosa. La D-xilulosa luego se fosforila a D-xilulosa-5-fosfato como ocurre en la ruta oxidorreductasa. En el equilibrio, la reacción de isomerización resulta en una mezcla de 83% de D-xilosa y 17% de D-xilulosa, debido a que la conversión de xilosa en xilulosa es energéticamente desfavorable.
Ruta de Weimberg
La ruta de Weimberg[1] es una ruta oxidativa en la que la D-xilosa se oxida a D-xilono-lactona por medio de una reacción catalizada por la enzima D-xilosa deshidrogenasa seguida por una lactonasa que hidroliza a la lactona a ácido D-xilónico. A continuación una xilonato deshidratasa extrae una molécula de agua produciendo 2-ceto 3-desoxi-xilonato. Una segunda deshidratasa forma el 2-cetoglutarato semialdehido el cual a continuación se oxida para formar 2-cetoglutarato.
Ruta de Dahms
La ruta de Dahms[2] comienza igual que la ruta de Weimberg, pero con la diferencia de que el 2-ceto-3 desoxi-xilonato es escindido por una aldolasa en piruvato y glicolaldehido.
Biotechnological applications
It is desirable to ferment D-xylose to ethanol. This can be accomplished either by native xylose fermenting yeasts such as Scheffersomyces Pichia stipitis or by metabolically engineered strains of Saccharomyces cerevisiae. Pichia stipitis is not as ethanol tolerant as the traditional ethanol producing yeast Saccharomyces cerevisiae. S. cerevisiae on the other hand can not ferment D-xylose to ethanol. In attempts to generate S. cerevisiae strains that are able to ferment D-xylose the XYL1 and XYL2 genes of P. stipitis coding for the D-xylose reductase (XR) and xylitol dehydrogenase (XDH), respectively were introduced in S. cerevisiae by means of genetic engineering.[3] XR catalyze the formation of xylitol from D-xylose and XDH the formation of D-xylulose from xylitol. Saccharomyces cerevisiae and naturally ferment D-xylulose through the pentose phosphate pathway.
In another approach, bacterial xylose isomerases have been introduced into S. cerevisiae. This enzyme catalyze the direct formation of D-xylulose from D-xylose. Many attempts at expressing bacterial isomerases were not successful due to misfolding or other problems, but a xylose isomerase from the anaerobic fungus Piromyces Sp. has proven effective.[4] One advantage claimed for S. cerevisiae engineered with the xylose isomerase is that the resulting cells can grow anaerobically on xylose after evolutionary adaptation.
Studies on flux through the oxidative pentose phosphate pathway during D-xylose metabolism have revealed that limiting the rate of this step may be beneficial to the efficiency of fermentation to ethanol. Modifications to this flux that may improve ethanol production include deleting the GND1 gene, or the ZWF1 gene.[5] Since the pentose phosphate pathway produces additional NADPH during metabolism, limiting this step will help to correct the already evident imbalance between NAD(P)H and NAD+ cofactors and reduce xylitol byproduct formation.
Another experiment comparing the two D-xylose metabolizing pathways revealed that the XI pathway was best able to metabolize D-xylose to produce the greatest ethanol yield, while the XR-XDH pathway reached a much faster rate of ethanol production.[6]
Overexpression of the four genes encoding non-oxidative pentose phosphate pathway enzymes Transaldolase, Transketolase, Ribulose-5-phosphate epimerase and Ribose-5-phosphate ketol-isomerase[7] led to both higher D-xylulose[8] and D-xylose [9] fermentation rate.
The aim of this genetic recombination in the laboratory is to develop a yeast strain that efficiently produces ethanol. However, the effectiveness of D-xylose metabolizing laboratory strains do not always reflect their metabolism abilities on raw xylose products in nature. Since D-xylose is mostly isolated from agricultural residues such as wood stocks then the native or genetically altered yeasts will need to be effective at metabolizing these less pure natural sources.
Varying expression of the XR and XDH enzyme levels have been tested in the laboratory in the attempt to optimize the efficiency of the D-xylose metabolism pathway.[10]
Referencias
- ↑ Weimberg, R. (1961). «Pentose oxidation by Pseudomonas fragi». J. Biol. Chem. 236 (6): 629-636. PMC 289995. PMID 13502296.
- ↑ Dahms AS (1974). «3-Deoxy-D-pentulosonic acid aldolase and its role in a new pathway of D-xylose degradation». Biochem Biophys Res Commun 60 (4): 1433-1439. PMID 4423285. doi:10.1016/0006-291X(74)90358-1.
- ↑ Eliasson A, Christensson C, Wahlbom CF, Hahn-Hägerdal B (August 2000). «Anaerobic xylose fermentation by recombinant Saccharomyces cerevisiae carrying XYL1, XYL2, and XKS1 in mineral medium chemostat cultures». Appl. Environ. Microbiol. 66 (8): 3381-6. PMC 92159. PMID 10919795. doi:10.1128/aem.66.8.3381-3386.2000.
- ↑ Kuyper et al. High-level functional expression of a fungal xylose isomerase: the key to efficient ethanolic fermentation of xylose by Saccharomyces cerevisiae? ;;FEMS Yeast Res.;; 2003 Oct; 4(1) 69-78.
- ↑ Jeppsson (2002). «Reduced Oxidative Pentose Phosphate Pathway Flux in Recombinant Xylose-Utilizing Saccharomyces cerevisiae Strains Improves the Ethanol Yield from Xylose». Applied and Environmental Microbiology 68 (4): 1604-9. PMC 123863. PMID 11916674. doi:10.1128/AEM.68.4.1604-1609.2002.
- ↑ Karhumaa (2007). «Comparison of the xylose reductase-xylitol dehydrogenase and the xylose isomerase pathways for xylose fermentation by recombinant Saccharomyces cerevisiae». Microbial Cell Factories 6: 5. PMC 1797182. PMID 17280608. doi:10.1186/1475-2859-6-5.
- ↑ Johansson B, Hahn-Hägerdal B (February 2002). «Overproduction of pentose phosphate pathway enzymes using a new CRE-loxP expression vector for repeated genomic integration in Saccharomyces cerevisiae». Yeast 19 (3): 225-31. PMID 11816030. doi:10.1002/yea.833.
- ↑ Johansson B, Hahn-Hägerdal B (August 2002). «The non-oxidative pentose phosphate pathway controls the fermentation rate of xylulose but not of xylose in Saccharomyces cerevisiae TMB3001». FEMS Yeast Res. 2 (3): 277-82. PMID 12702276. doi:10.1111/j.1567-1364.2002.tb00095.x.
- ↑ Karhumaa K, Hahn-Hägerdal B, Gorwa-Grauslund MF (April 2005). «Investigation of limiting metabolic steps in the utilization of xylose by recombinant Saccharomyces cerevisiae using metabolic engineering». Yeast 22 (5): 359-68. PMID 15806613. doi:10.1002/yea.1216.
- ↑ Walfridsson M, Anderlund M, Bao X, Hahn-Hägerdal B (August 1997). «Expression of different levels of enzymes from the Pichia stipitis XYL1 and XYL2 genes in Saccharomyces cerevisiae and its effects on product formation during xylose utilisation». Appl. Microbiol. Biotechnol. 48 (2): 218-24. PMID 9299780. doi:10.1007/s002530051041.