Danio rerio

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Pez cebra
Zebrafisch.jpg
Ejemplar con fenotipo normal
GloFish.jpg
Ejemplares de D. rerio fluorescentes modificados genéticamente
Estado de conservación
Vulnerable (VU)
Vulnerable (UICN)
Clasificación científica
Reino: Animalia
Filo: Chordata
Clase: Actinopterygii
Orden: Cypriniformes
Familia: Cyprinidae
Género: Danio
Especie: D. rerio
(Hamilton-Buchanan, 1822)
Sinonimia
  • Barilius rerio
  • Brachydanio rerio
  • Cyprinus chapalio
  • Cyprinus rerio
  • Danio lineatus
  • Nuria rerio
  • Perilampus striatus

El pez cebra o danio cebra (Danio rerio) es un ciprínido emparentado con las carpas y los barbos, originario del sudeste asiático, de uso frecuente en acuarios así como para investigación científica.

Son peces alargados, fusiformes, con una única aleta dorsal, boca dirigida hacia arriba y un par de finas barbillas que son difíciles de ver salvo que el animal este parado. Presentan dimorfismo sexual tanto en el tamaño como en el color. Las hembras suelen ser más grandes que los machos y tiene un color de fondo plateado. El macho, sin embargo, adquiere tonalidades más doradas. Sobre los flancos y longitudinalmente se presentan de 5 a 9 bandas de color azul oscuro que comienzan detrás del opérculo y llegan hasta el final del animal (incluyendo la cola), dándole un aspecto cebrado del que toma el nombre. El opérculo es azulado y la zona ventral de un tono blanquecino rosado. Es transparente, lo que permite visualizar sin problemas la evolución de experimentos.[1] Alcanza 5 cm como talla máxima.

Ontogenia[editar]

Segmentación[editar]

El pez cebra presenta cigotos de tipo telolecítico por lo cual la segmentación ocurre sólo en una región libre de vitelo denominada el blastodisco. Debido a que el cigoto presenta una gran cantidad de vitelo, las segmentaciones son incompletas y dado que el blastodisco es la zona donde se dan los clivajes, se dice que esta segmentación es meroblástica discoidal.[2]

La fecundación del cigoto desencadena unas ondas de calcio que estimulan la contracción del citoesqueleto de actina lo que ocasiona una distribución exclusiva del vitelo hacia el polo vegetal dejando una región del polo animal libre de vitelo. Este proceso determina la formación del blastodisco.[3]

La primera división es ecuatorial y la segunda meridional. Las primeras divisiones son muy sincrónicas, rápidas y conforman el blastodermo que se observa como un bulto de células en la parte apical o distal del cigoto.[2]

Hacia el décimo clivaje empieza la transición a blástula media. Esto se hace evidente gracias a que las divisiones celulares se hacen más lentas, menos sincrónicas, empieza la transcripción génica y las células o blastómeras empiezan a migrar[4] generando tres capas celulares distinguibles:

  • CSV (Capa Sincitial Vitelina): Formada por la fusión de las células en el borde vegetal del blastodermo se fusionan con la célula vitelínica subyacente. Esta capa a su vez se diferencia en CSV interna y CSV externa.[2]
  • Capa de la envoltura: Compuesta por las células más superficiales del blastodermo. Esta capa se convertirá en el peridermo.[2]

Entre la CSV y la capa de la envoltura se encuentran ubicadas las células profundas que dan origen al embrión.[2]

Los mapas celulares de destino parecen establecerse antes de la gastrulación.[5]

Durante el estadio de blástula, las tubulinas (subunidades de los microtúbulos y componentes de los centrosomas) se mantienen en un estado oligomérico que evita que se ensamblen constituyendo microtúbulos. La cantidad de tubulina soluble aumenta durante la gastrulación. La γ-tubulina asociada a complejos de proteínas, puede estar involucrada en la regulación de las dinámicas de la tubulina durante la oogénesis y embriogénesis del pez cebra.[6]

Gastrulación[editar]

La gastrulación se caracteriza por varios movimientos dentro de los que se incluyen la epibolia, invaginación y delaminación.

El primer movimiento de gastrulación en el pez cebra es el de epibolia de las células del blastodermo sobre el vitelo. Durante este movimiento, las células internas del blastodermo migran hacia fuera para intercalarse y cubrir las células superficiales completamente. y de manera autónoma.[2] La CSV y la capa de la envoltura provocan este movimiento al expandirse.[7]

Durante la epibolía un lado del blastodermo se engrosa. Este lado marcará el sitio de la futura superficie dorsal del embrión.[8]

Capas germinales[editar]

El engrosamiento del blastodermo que luego originará la futura superficie dorsal del embrión es denominada anillo germinal y se compone de dos capas:

Las células de estas dos capas se intercalan formando el escudo embrionario que precede al labio dorsal del embrión. Este escudo embrionario es homólogo al labio dorsal del blastoporo en anfibios; es decir, cumple la misma función organizadora que el labio dorsal del blastoporo.[9] Sin embargo, estas estructuras difieren en algunas de sus actividades: la placa precordal en peces parece estar involucrada en la formación de estructuras neurales ventrales, pero las regiones anteriores del cerebro se desarrollan en su ausencia mientras que esto no se aplica para anfibios.

Los movimientos de las células del epiblasto y del hipoblasto forman otra capa celular conocida como cordamesodermo que es el precursor de la notocorda y la quilla neural que está compuesta por células del hipoblasto ubicadas hacia la línea media dorsal. Las células remanentes del epiblasto constituirán el ectodermo.[2]

Formación de eje dorsoventral[editar]

La región más importante en la formación del eje dorsoventral en Danio rerio y en peces en general, es el escudo embrionario. Esta región engrosada puede convertir al mesodermo lateral y ventral en mesodermo dorsal y puede convertir el ectodermo en neural en lugar de epidérmico.[10]

Bioquímica del eje dorsoventral[editar]

El eje dorsoventral se construye gracias a la acción de varias familias de proteínas dentro de las que se encuentran:

  • BMP
  • Algunas Wnt

Las proteínas BMP y Wnt inducirán al ectodermo a convertirse en epidermis. Un ligando mutante denominado BMP2B induce a las células a adquirir destinos ventral y lateral. Dicho mutante es epistático. Wnt8 es otro mutante que lateraliza, posterioriza y ventraliza los tejidos del embrión.[2]

La notocorda secreta factores que bloquean la inducción de estas familias de proteínas permitiendo que el ectodermo se convierta en neural. Investigaciones previas sugirieron que uno de los factores que bloquean la inducción de BMP y Wnt, es el denominado Cordino (Chordin).[11] Sin embargo, estudios posteriores arrojan resultados que contradicen lo postulado con anterioridad, al encontrar que la pérdida de Cordino en lugar de incrementar los niveles de señalización de BMP en el sistema, los disminuía y se perdía tejido ventral en la cola del embrión. Estos resultados sugieren que el Cordino es un antagonista y a la vez un promotor de la acción de BMP.[12]

Formación del eje anteroposterior[editar]

Al igual que en la formación del eje dorsoventral, las familias de proteínas que intervienen principalemten en su estableciemiento son las BMP y las Wnt cuyos antagonistas incluyen factores como Cordina, Dickkopf y Nogina.

Neurulación[editar]

Es el proceso de conversión de la placa neural en tubo neural.

La neurulación del pez cebra incluye dos procesos conocidos como neurulación primaria y neurulación secundaria.

  • Neurulación primaria: Se refiere a la proliferación, invaginación y separación de las células de la placa neural.
  • Neurulación secundaria: Proceso mediante el cual el tubo neural se origina a partir de las células mesenquimáticas para formar un cordón sólido que posteriormente se cavita formando un tubo hueco.[2]

Desarrollo de las aletas En Danio rerio, sólo el tubo neural de la cola se construye por neurulación secundaria.[2]

Mantenimiento en cautividad[editar]

El danio cebra es una de las especies más resistentes y es quizás el pez más fácil de criar entre los ovíparos. Al tener un temperamento pacífico, puede convivir con casi cualquier especie.

  • Temperatura óptima: 20 ºC a 30 °C. (pero soporta t° mucho menores, de hasta 10°C)
  • Dureza: 5º a 10º dGH.
  • PH: alrededor de 7.
  • Alimentación: en su medio natural son omnívoros y en cautividad aceptan sin ningún problema todo tipo de alimentos.
  • Se debe introducir en acuarios en grupos de 6 individuos o más pues son peces de cardumen.

Es de nado rápido y bastante nervioso, lo cual aporta una gran animación a nuestro acuario.

Uso en laboratorios[editar]

Es especialmente apreciado por su homología genética con el hombre (compartimos con estos peces más del 80% del genoma) que permite que los resultados obtenidos de los fármacos probados en estos animales sean potencialmente extrapolables al ser humano.

Sus embriones son transparentes, algo que hace posible observar los efectos de estos medicamentos en sus órganos internos en formación.

Otra de las ventajas de este pez es su capacidad reproductiva -la hembra pone hasta 200 huevos-, continua- se reproducen durante todo el año- y rápido desarrollo -sus órganos se forman en sólo 24 horas-, gracias a los cuales se pueden realizar diferentes experimentos en una misma generación de animales, investigar la evolución de las patologías e identificar las causas de las enfermedades investigadas.

Este pez tropical posee también la cualidad de regenerar los órganos que le son parcialmente amputados, lo que amplia las capacidades de investigación en este campo que tiene como horizonte la recuperación de las lesiones medulares.

Pueden criarse de modo tal que los mutantes pueden ser investigados y propagados y es además, el primer vertebrado en el que se ha intentado una mutagénesis intensiva.[2]

Su pequeño tamaño hace fácil su almacenaje, ya que caben hasta un centenar de animales en contenedores de un litro de agua, y su sencillo mantenimiento decantan finalmente a favor del pez cebra las preferencias de los científicos como animal de laboratorio en el siglo XXI.

Los genes del pez cebra son muy dóciles de estudiar ya que los embriones son sensibles a las moléculas antisentido de Morfolino y por tanto, este método puede ser utilizado para analizar si un gen dado es importante para una función en particular.[2]

Experimentos del desarrollo[editar]

Los experimentos genéticos en Danio rerio se basan en el método tradicional de estudio en donde el pez progenitor macho es sometido a tratamientos con un mutágeno químico. Este mutágeno es llamado "ENU", también conocido como N-etil-N-nitrosourea, es un muy potente mutágeno, es capaz de introducir una nueva mutación cada 700 locis y es tóxico en dosis altas, este mutágeno causa mutaciones al azar en sus células germinales.[13] Cada macho mutante es apareado con una hembra silvestre de manera aleatoria para producir una descendencia F1. Las mutaciones serán heredadas sólo del padre y por tanto si son dominantes se expresarán y si son recesivan no lo harán. Luego se produce una F2 al cruzar cualquier individuo de la F1 es apareado con un individuo silvestre.[2] Desarrollo de las aletas Asimismo, el pez cebra se ha establecido como un organismo modelo en el área de la regeneración (Véase Regeneración (biologia)).

Por lo que a posteriori de la inducción del mutágeno ENU en GO, posteriormente al secuenciar el DNA rico en exones, podíamos en la F1 identificar este mutágeno y así predecir las consecuencias en la codificación de las proteinas con las mutaciones inducidas (mutaciones nonsense y mutaciones essential splice-site, es decir a nivel de proteina estas últimas), para las cuales se generaron unos SNP para facilitar la identificacion en las siguientes generaciones, de esta manera se pudo confirmar el 95% de las mutaciones candidatas para sucesivas generaciones.[13]

Secuenciación del exoma[editar]

Un método de secuenciación de exomas del pez cebra es el siguiente; El ADN se toma de la F1 que o bien se vuelve a cruzar o bien se criopreserva su esperma para mantener las posibles mutaciones, la criopreservacion es util para conservar la información genética y así demostrar que ese alelo produce un fenotipo para siguientes experimentos o secuenciar más completamente todo el genoma. Del ADN se secuencia solo el exoma, y para ello este método lo que hace es realizar una genoteca de manera que lo que realizan es una hibridacion del ADN genómico fragmentado con el RNA marcado con biotina, por lo que se obtendría un fragmento en el que quedarían hibridados los exones de manera que podemos descartar lo que no es exon. Posteriormente, la doble cadena de RNA que no corresponde a los exones se descarta. Y por último se digiere el RNA que está marcado con biotina ya que solo servía como cebo para captar el exon, y después su secuenciacion.[13] En la parte de enlaces externos pueden acceder a la página de "Zebrafish Mutation Project" que está indicada en el artículo " A systematic genome-wide analysis of zebrafish protein-coding gene function" http://www.sanger.ac.uk/Projects/D_rerio/zmp/

A continuación en el dibujo se muestra en azul los exones y en rojo del DNA genómico no codificante.

Secuenciacion del exoma del Pez cebra. Para más información consulten en el apartado de "Secuenciación del exoma" o en http://www.nature.com/nature/journal/v496/n7446/full/nature11992.html

[13]

Genoma[editar]

Recientemente se ha secuenciado el genoma completo del pez Cebra lo que ha permitido conocer más a fondo las características de este pez. Tiene el mayor número de genes codificantes de los vertebrados (26479 genes), [( que se han podido analizar gracias a estudios de clonacion posicional, mutagénesis de inserción, re-secuenciacion selectiva, etc.)[13] esto puede ser debido a un proceso de duplicación extra del genoma que sufrió un antecesor común a este tipo de peces, frente a los más de 22.000 genes que codifican para proteinas analizados en ratones, lo que supone una ventaja para su uso en laboratorio en pro del pez cebra].[13] Este proceso se conoce como duplicación teleóstea específica del genoma (TSD) y además de proporcionarle un gran número de genes codificantes también le aportó muchos genes específicos de especie (más que los humanos, los ratones o los pollos). Gracias a la secuenciación completa del genoma también se ha podido observar que el 70% de los genes humanos tienen, al menos, un ortólogo en pez cebra por lo que este pez se puede usar como modelo animal para averiguar las funciones de algunos genes de vertebrados y caracterizar ciertas enfermedades hereditarias humanas.[14]

Se han podido identificar y fenotipar las mutaciones perjudiciales en cada gen que codifica para proteinas, utilizando un genoma de referencia secuenciado, como se ha comentado anteriormente, una secuenciacion de alto rendimiento y una mutagénesis química eficiente. De manera que introducían mutaciones y posteriormente secuenciaban los exones para ver que genes codificadores de proteinas habían sido dañados y así asociar fenotipo-mutación, y como estos genes también están en la especia humana, eran capaces de asociar potencial daño en esos genes a un potencial fenotipo que puede aparecer en los humanos, y así facilitar el auge de la comprension respecto a la cantidad de enfermedades humanas cuyo gen responsable no se conoce.[13]

La comunidad que trabaja con él comparte libremente su genoma en repositorios en línea de acceso abierto. El pez cebra y el ser humano comparten el 70% de la información genética y más del 80% de los genes responsables de enfermedades humanas .[15]

Los laboratorios del Instituto Sanger están confeccionando un catálogo de mutantes. Se pretende mutar todos los genes del pez, uno a uno y estudiar los efectos de cada mutación en la anatomía, fisiología y comportamiento.

Genotipado[editar]

Existen varias formas de genotipados que no es más que llevar a cabo una PCR y secuenciarla, en el artículo al cual hace referencia esta informacion[13] se centran en un sistema de genotipado de SNPs KASP que utiliza un tipo de genotipado por fluorescencia

El ensayo KASP es capaz de discriminar mediante una PCR alelo específica competitiva, los alelos de un SNP en un locus específico a partir de un DNA genomico. Este ensayo utiliza una Taq polimerasa modificada sin actividad 3'-5' exonucleasa. Esta tecnologia utiliza primers que generan productos de PCR fluorescentes que permiten genotipar el SNP en un único paso, por lo que este tipo de sistema de genotipado es útil para ensayos de genes de referencia, ensayos de alelos wild type y ensayos de alelos mutantes.[13]

Este tipo de sistema SNPs KASP se compone de un cebador específico de alelo que detecta el alelo mutante y de un bloqueador de oligonucleotidos que suprime al alelo wild type. Cada alelo tendrá un fluorocromo distinto y tienes una sonda en el medio, que al realizar la PCR el laser nos informa del producto que se ha amplificado, cual de los dos primers específicos de cada alelos se ha unido, emitiendo un color u otro, de forma que sabras que alelo se tiene.[13]

Referencias[editar]

  1. http://esmateria.com/2013/04/17/la-transparencia-del-pez-cebra-le-convierte-en-el-mejor-raton-de-laboratorio/
  2. a b c d e f g h i j k l m [Gilbert, Scott (2005). «Biología del Desarrollo». Panamericana 7.  ISBN 950-06-0869-3].
  3. [Leung, C; Webb, S. E; Miller, A (2000). «On the mechanism of ooplasmic sgregation in zebrafish embryos». Dev. Growth Diff 40:  p. 313-326. ].
  4. [Kane, D.A; Kimmel, C.B (1993). «The zebrafish midblastula transition». Development 119:  p. 447-456. ].
  5. [Kimmel, C.B; Warga, R.M; Schilling, T.F (1990). «Origin and organization of the zebrafish fate map». Development 108:  p. 581-594. ].
  6. [Liu, Jianxiong; Lessman, Charles.A (2007). «Soluble tubulin complexes, y-tubulin, and their changing distribution in the zebrafish (Danio rerio) ovary, oocyte and embryo». Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology 147:  p. 56-73. ].
  7. [Trinkaus, J.P (1992). «The midblastula transition, the YSL transition, and the onset of gastrulation in Fundulus». Development:  p. 75-80. ].
  8. [Schmitz, B; Campos-Ortega, J.A (1994). «Dorso-ventral polarity of the zebrafish embryo is distinguishable prior to the onset of gastrulation». Wilhelm Roux Arch. Dev. Biol. 203:  p. 374-380. ].
  9. [Ho, R.K (1992). «Axis formation in the embryo of the zebrafish, Brachydanio rerio». Sem. Dev. Biol. 3:  p. 53-64. ].
  10. [Koshida, S; Shinya, M; Mizuno, T; Kuroiwa, A; Takeda, H (1998). «Initial anteroposterior pattern of zebrafish central nervous system is determined by differential competence of the epiblast». Development 125:  p. 1957-1966. ].
  11. [Kishimoto, Y; Lee, K.H; Zon, L; Hammerschmidt, M; Schulte-Merker, S (1997). «The molecular nature of sebrafish swirl: BMP2 function is essential during early dorsoventral pattering». Development 124:  p. 4457-4466. ].
  12. [Wagner, Daniel. S; Mullins, Mary. C (2001). «Modulation of BMP activity in dorsal-ventral pattern formation by the Chordin and Ogon antagonists». Developmental Biology 245:  p. 109-123. ].
  13. a b c d e f g h i j Kettleborough, Ross, et al. "A systematic genome-wide analysis of zebrafish protein-coding gene function." Nature (2013),.
  14. Howe, Kerstin, et al. "The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome." Nature (2013),.
  15. http://esmateria.com/2013/04/17/la-transparencia-del-pez-cebra-le-convierte-en-el-mejor-raton-de-laboratorio/

"Danio rerio". En FishBase (Rainer Froese y Daniel Pauly, eds.). Consultada en 02 de 2012. N.p.: FishBase, 2012.

Enlaces externos[editar]