Tinción de Giemsa

La tinción de Giemsa es un método habitual para el examen de frotis sanguíneos, cortes histológicos y otro tipo de muestras biológicas. Este método tiene utilidad sobre todo para poner de manifiesto las ricketsias localizadas dentro de la célula huéspedes. La coloración de giemsa se emplea también para teñir frotis de sangre en el examen para protozoos. Se puede emplear, como variaciones, otras coloraciones como es la técnica de citoconcentración para parásitos sanguíneos, la cual tiene un bajo coste y ofrece la posibilidad de aislar e identificar en el mismo sedimento el parásito principal, con excepción de los trofozoitos jóvenes y el plasmodium falciparum. También se emplea la modificación de Wright. Este método de tinción permite también la tinción diferencial de zonas con un alto contenido de ADN, y concretamente de uniones A-T. Esto permite distinguir perfectamente en microscopio óptico el núcleo celular, los cromosomas durante la mitosis, y en algunos casos, incluso el ADN mitocondrial (kinetoplasto de algunos protozoos, como Trypanosoma). Los cromosomas pueden ser tratados con varios compuestos químicos que producen la alternancia de bandas claras y oscuras a lo largo de los cromosomas. Cada cromosoma tiene un patrón de bandas característico, permitiendo que aberraciones estructurales como borrados, duplicaciones o sutiles translocaciones sean detectadas, al igual que permite la identificación de cromosomas marcadores.

Fundamento

Estos organismos adquieren una coloración diferencial y se ven dentro del citoplasma de la célula huésped. La técnica de Giemsa está formada por varios colorantes: los tintes neutros utilizados combinan el azul de metileno como tinte básico y la eosina como tinte ácido, lo que da una amplia gama de colores. El azul de metileno es un colorante metacromático, de ahí que muchas estructuras se tiñan de púrpura y no de azul. El pH de la solución de coloración es crítico y se debe ajustar idealmente según diversos fijadores. La gama del pH debe estar entre 6.4 y 6.9.

Preparación de la muestra

Para muestras histológicas, los mejores resultados se obtienen en muestras fijadas con formol, incluidas en parafina y cortadas entre 3 y 6 micras.

Procedimiento

1. Desparafinar e hidratar.
2. Aplicar solución de trabajo de Giemsa durante 10 minutos.
3. Deshidratar con alcohol absoluto, 3 cambios.
4. Aclarar con xilol, 3 cambios.

Resultados

1. Citoplasma: rosa
2. Núcleos: azul
3. Eritrocitos: rojo
4. Gránulos de las células cebadas: púrpura
5. Bacterias: azul
6. Parásitos: azul

Variantes

Esta técnica presenta multitud de variantes, pero las diferencias se basan en el empleo o no de diferenciador, el tiempo de permanencia del colorante, el uso de alcoholes en diferente graduación, etc.

Bibliografía

• ARP, ed. (1992). Métodos Histotecnológicos. Instituto de patología de las Fuerzas Armadas de los EEUU (AFIP). 
• Sheehan, Dezna; Hrapchak, Barbara (1980). Theory and practice of Histotechnology (2 Ed. edición). The C.V. Mosby Company. 

Enlaces externos

• http://www.revistaaquatic.com/aquatic/html/art505/piscrick.htm
• http://www.imagenmed.com/especiales/ie18/tincion_02.html
• http://library.med.utah.edu/WebPath/HISTHTML/MANUALS
• http://www.conganat.org/9congreso/trabajo.asp?id_trabajo=606&tipo=3