Marasmius rotula

De Wikipedia, la enciclopedia libre
Saltar a: navegación, búsqueda
Symbol question.svg
 
Marasmius rotula
Marasmius rotula 46829.jpg
Taxonomía
Reino: Fungi
División: Basidiomycota
Clase: Agaricomycetes
Orden: Agaricales
Familia: Marasmiaceae
Género: Marasmius
Especie: M. rotula
(Scop.) Fr. (1838)
Sinonimia
  • Agaricus rotula Scop. (1772)
  • Merulius collariatus With. (1796)
  • Micromphale collariatum (With.) Gray (1821)[1]
  • Androsaceus rotula (Scop.) Pat. (1887)
  • Chamaeceras rotula (Scop.) Kuntze (1898)[2]
[editar datos en Wikidata]

Marasmius rotula, comúnmente conocido como aspirina,[3]​ es una especie de hongo agárico de la familia Marasmiaceae. La especie tipo del género Marasmius, M. rotula, fue descrita científicamente en 1772 por el micólogo Giovanni Antonio Scopoli y el nombre científico actual fue asignado en 1838 por Elias Magnus Fries. Los cuerpos fructificantes, o setas, se caracterizan por sus píleos blanquecinos, membranosos y finos de hasta 2 cm (0.8 in) de ancho que están hundidos en el centro, y plisados con bordes ondulados. Los estipes huecos, delgados y nervudos de color negro miden hasta 8.0 cm (3.1 in) de largo por 1.5 mm (0.06 in) de grosor. En la parte inferior de los píleos hay láminas blancas muy espaciadas que están unidas a un collar que rodea al estipe. Los hongos crecen en grupos, o clústers, sobre madera en descomposición, tales como ramas caídas y palos, troncos cubiertos de musgo, y tocones.

A diferencia de otros hongos conocidos por liberar esporas en respuesta a un ritmo circadiano, la liberación de esporas en M. rotula depende de la humedad suficiente. Los hongos secos pueden revivir después de la rehidratación y seguir liberando esporas hasta tres semanas después, una producción sostenida de esporas con una duración notablemente mayor que otros agáricos típicos. Hay varias especies de Marasmius que pudieran confundirse con M. rotula a causa de los aspectos generales algo similares, pero las diferencias en tamaño, disposición de las láminas, y el sustrato por lo general son características de campo suficientes para distinguirlos. Aunque las setas no se consideran comestibles, producen una enzima peroxidasa única que está atrayendo investigaciones para el posible uso en aplicaciones de la bioingeniería.

Descripción[editar]

Las láminas están unidas a un collar que rodea el estipe.
Marasmius rotula
Características micológicas
Symbol question.svg
Gills icon.png 
Himenio con láminas
Convex cap icon.svg 

El sombrero es convexo

Free gills icon2.png 

Las láminas son libres

Bare stipe icon.png 

El pie está desnudo

White spore print icon.png 

Esporas de color blanco

Saprotrophic ecology icon.png 

La ecología es saprófita

Inedible toxicity icon.png 

Comestibilidad: no comestible

[editar datos en Wikidata]

La píleo del basidiocarpo es delgado y membranoso, y su diámetro mide 3 a 20 mm (0.1-0.8 in).[4]​ Tiene una forma convexa ligeramente deprimida en el centro, con arrugas visibles en una grilla de láminas y bordes ondulados. Los píleos jóvenes sin dilatar son de color marrón amarillento; cuando el píleo se expande, el color se aclara a blanco brillante o blanco rosado,[5]​ que frecuentemente tiene el centro con manchas marrones más oscuras.[6]​ La variedad fusca tiene píleos marrones.[7]​ La carne es muy delgada y blanca o ligeramente amarillenta, alcanzando aproximadamente 0.25-1.5 mm de grosor en la parte central del píleo, e incluso más delgada en el borde.[8]

Las láminas están unidas a un collar, nunca al estipe, aunque algunos especímenes tienen el collar presionado lo suficientemente cerca como para que esta característica sea lo menos obvia.[9]​ Las láminas, con mucho espacio entre ellas, tienen el mismo color blanquecino a amarillo pálido de la carne, y por lo general el número varía entre 16 y 22.[6]​ Inicialmente son estrecho, pero se engrosan por abajo alrededor de 3.1 mm en el borde expuesto.[8]​ El estipe mide 1.2-8.0 cm (0.5-3.1 in) de largo y hasta 0.15 cm (0.06 in) de grosor, con una superficie lisa, a veces brillante;[10]​ es duro, hueco, y, o bien, recto o un poco curvo. El color es marrón negruzco hasta un ápice casi translúcido y pálido.[11]​ La base del estipe puede estar conectado a rizomorfos de color marrón oscuro o negro de 0.1-0.3 mm de grosor, similares a raíces.[8]​ Los especímenes maduros no tienen velo visible.[10]

La apariencia de los cuerpos fructificantes —el color, en particular— varía y depende de las condiciones de crecimiento. Por ejemplo, los especímenes que crecen en troncos de roble y bosques de pacana en la primavera tienden a tener píles deprimidos y color blanco amarillento que los encontrados en el mismo sitio en otoño, que son de color marrón claro amarillo y con forma más convexa.[8]​ El desarrollo del cuerpo frutificante de M. rotula es hemiangiocárpico, con un himenio que está presente parcialmente y rodeado por tejidos basidiocarpo. El micólogo francés Robert Kühner describió que un tejido similar a una cortina como cubre las láminas jóvenes antes de la expansión del píleo que se separa el estipe. No obstante, en condiciones meteorológicas desfavorables las setas pueden no desarrollarse normalmente, y en su lugar producen basidiocarpos semigasteroides.[12]

En particular, obsérvese la forma en la que el estipe en forma de cabello se fija en la diminuta cavidad, el escaso desarrollo de las láminas, y los finos surcos y festones en el borde del píleo. Una casamentera suiza no hubiera podido hacer tan excelente trabajo.[13]
—Louis C.C. Krieger
Algunas aspirinas rociadas con la lluvia.

Características microscópicas[editar]

Al aplicar una técnica de esporada, las esporas de M. rotula se observan con colores blanco o amarillo pálido.[5]​ Bajo un microscopio óptico, son hialinas (translúcidas) con forma de lágrima o pepita, cuyas dimensiones son 7-10 x 3-5 µm.[10]​ Los basidios (células que producen esporas) son un grupo de cuatro esporas con forma de bastón o similar, y con 21-21 x 4-17 µm. A lo largo del borde de la lámina, intercalados entre los basidios, hay células no reproductivas, la cistidios; estos también tienen forma de bastón pero con unas protuberancias similares a las verrugas rugosas en la superficie.[6]​ El borde de las láminas tiene células adicionales con la forma de bastón, las cuales tienen forma variable, paredes delgadas, y miden 7-32 x 2.5-20 µm. Las superficies apicales están cubiertas por verrugas o incrustaciones amarillentas, cónicas y despuntadas de 0.2-1.5 x 0.1-1 µm.[8]

Taxonomía[editar]

Ilustración por Jan Kops, en su Flora Batava: Afbeelding en Beschrijving der Nederlandsche Gewassen Vol. XVIII (1889). Abajo un ejemplar de Morchella conica. Pers. 1818.
En comparación con algunas setas de Francia (M. rotula se ubica en la esquina superior derecha).

La especie fue descrita por el micólogo italiano Giovanni Antonio Scopoli, como Agaricus rotula, en 1772.[14]​ En 1821, Elias Magnus Fries redescribió la seta en Systema Mycologicum,[15]​ y posteriormente la transfirió a Marasmius en la publicación Epicrisis Systematis Mycologici (1838).[16]​ Los sinónimos son nombres derivados de las transferencias genéricas a Androsaceus por Narcisse Théophile Patouillard en 1887,[17]​ y a Chamaeceras por Carl Ernst Otto Kuntze en 1898.[2]​ Ambos géneros ahora son obsoletos y han sido incluidos de nuevo en Marasmius.[18]

Samuel Frederick Gray, en su A Natural Arrangement of British Plants (1821), introdujo el nombre genérico Micromphale, incluyendo la especie Micromphale collariatum,[1]​ que se basa en Merulius collariatus, descrita en 1796 por William Withering.[19]​ En 1946, Alexander Hanchett Smith y Rolf Singer propusieron conservar el nombre Marasmius en lugar de Micromphale; este último tenía prioridad nomenclatorial ya que fue publicado por primera vez.[20]​ El nombre genérico Marasmius, con M. rotula como la especie lectotipo, más tarde fue conservado en el Congreso sobre Nomenclatura Botánica de 1954 en París.[21][22]​ Asimismo, M. rotula es la especie tipo de la sección Marasmius dentro del género. Esta agrupación de especies se caracteriza por una carne inamiloide, una cutícula del sombrero con células en forma de bastón (proyecciones similares a dedos muy comunes en especies Marasmius) adornadas con numerosas verrugas, láminas generalmente unidas a un collar que rodea el estipe, y la presencia de finas cuerdas negras (rizomorfos) en el estipe.[23]

Se han descrito muchas variedades de M. rotula. En 1869 Miles Joseph Berkeley y Moses Ashley Curtis nombraron var. fuscus a las especies con píleo marrón.[7]​ En 1887, Pier Andrea Saccardo describió la var. microcefalia en Italia, con píleos con la mitad del tamaño normal.[24]​ Sin embargo, en la actualidad se entiende que la morfología de los cuerpos frutificantes es variable y depende de las condiciones ambientales. Joseph Schröter describió la var. phyllophyla en 1889,[25]​ pero ese taxón es ahora tratado como Marasmius bulliardii.[26]​ Uno de los nombres con el que se conoce a la especie en Inglaterra es horse hair fungus[10]​ («hongo crin de caballo»), un nombre compartido con otros miembros del género Marasmius, incluyendo M. androsaceus[27]​ y M. crinis-equi.[28]

Especies similares[editar]

Existen algunas especies menos comunes de Marasmius con las que M. rotula pudiera confundirse debido las características generales algo similares, pero las diferencias en el tamaño, disposición de las láminas, y el sustrato son características de campo tomadas en cuenta para distinguirlos. Por ejemplo, Marasmius capillaris tiene un píleo marrón pálido con un centro blanco, y crece en las hojas de roble sin formar grupos.[4]​ Además, el píleo tiene una curvatura uniforme, a diferencia del píleo plegado y arrugado de M. rotula,[29]​ y el tallo un poco más delgado (por lo general menos de 0.3 mm) y ligeramente más oscuro.[30]

M. capillaris creciendo en las hojas de roble.
El estipe de Tetrapyrgos nigripes parece tener una capa de polvo.

M. rotula se distingue de M. bulliardii por su tamaño ligeramente grande y mayor número de láminas.[6]M. limosus se encuentra en marismas, donde fructifica en los tallos muertos de cañas y juncos.[31]Tetrapyrgos nigripes (anteriormente clasificado en Marasmius) tiene píleos blancos de 5 a 10 mm (0.2-0.4 in) de diámetro, láminas unidas (aunque en algunas veces son ligeramente decurrentes),[n. 1]​ un estipe oscuro cubierto con diminutos pelos blancos que le dan una apariencia polvorosa, y esporas triangulares o en forma de estrella.[32]M. neorotula, descrito en Brasil, fue considerada por su descubridor, Rolf Singer, como estrechamente relacionada con M. rotula. Puede distinguirse de M. rotula por la distribución tropical, su menor tamaño y láminas con espacios más amplios.[33]M. rotuloides, cuyo único hábitat conocido es el bosque montano de la isla Trinidad, solo se puede distinguir de M. rotula a partir de características microscópicas: tiene esporas ovoidales más pequeñas que miden 5 x 2.5 µm.[34]

Otras especies Marasmius con láminas que presentan una disposición de molinete son distinguibles fácilmente de M. rotula, en especial por las diferencias en el color, como M. siccus (anaranjado), M. pulcherripes (rosado), y M. fulvoferrugineus (marrón ladrillo).[29]Mycena corticola es más pequeño que M. rotula, el píleo es marrón-rosado pálido, y por lo general se encuentra creciendo de forma individual o en pequeños grupos en cortezas desprendidas cercanas a la base de árboles vivos.[9]

Ecología y distribución[editar]

M. rotula es una especie sapróbica[29][n. 2]​ y como tal, obtiene los nutrientes por la descomposición de materia orgánica muerta. Crece en bosques caducifolio y fructifica en grupos o racimos en la madera muerta (especialmente hayas), restos de madera, como ramas o palos, y de vez en cuando en hojas en descomposición. Los cuerpos fructificantes, que fácilmente son pasados por alto debido a su diminuto tamaño,[35]​ están presentes en abundancia después de las lluvias.[36]​ La especie es relativamente intolerante a los bajos potenciales hídricos, y crecerá poco o nada en absoluto en condiciones de estrés hídrico.[37][38]​ Es incapaz de degradar la hojarasca hasta que esté más fragmentada y compacta, de modo que la capacidad de retención de agua se incremente en las capas más profundas del suelo.[37]​ Se ha observado a la reinita de magnolia forrando su nido con los cuerpos frutificantes de los estipes.[39]

Normalmente, los cuerpos fructificantes crecen en grupos sobre restos de madera.

En 1975 la micóloga estadounidense Martina S. Gilliam investigó la periodicidad de la liberación de esporas en M. rotula y concluyó que la descarga de esporas no siguía un ritmo circadiano normal, como es típico de hongos agáricos y boletos,[40]​ sino que dependía de la lluvia. Se requiere un límite en la precipitación para provocar como respuesta la liberación de esporas y la duración de la liberación máxima de esporas se correlaciona con la cantidad de lluvia, en lugar de su duración. Asimismo, Gilliam observó que las esporadas se obtuvieron más fácilmente si los extremos de los estipes se colocaban en agua, lo que sugiere que el agua debe entrar a través del cuerpo fructificante para que se produzca la liberación.[41]

Algunas setas deshidratadas en la exposición de un museo municipal checo.

Al igual que muchas otras especies de Marasmius, los cuerpos fructificantes de M. rotula pueden deshidratarse y arrugarse en los períodos secos, pero puede revivir cuando hay suficiente humedad disponible en el ambiente otra vez en forma de lluvia o humedad alta. El estudio de Gilliam demostró que los cuerpos fructificantes revividos eran capaces de liberar esporas durante un período de aproximadamente tres semanas, mientras que los estudios anteriores utilizando métodos similares, pero con otros agaricomicetos, indicaron que la liberación de esporas se produjo en un período más corto, de hasta seis días después de la recuperación. El potencial para la producción y liberación sostenida de esporas podría ser el resultado del crecimiento de nuevos basidiolos (basidios inmaduros) durante períodos de crecimiento, luego que completa la maduración cuando se recupera la seta. Esto también puede explicar por qué las láminas se vuelven más gruesas como el hongo madura.[41]

El hongo está muy extendido geográficamente y es común en sus hábitats preferidos en América del Norte, Europa y el Asia del Norte.[31]​ Aunque mucho menos común en zonas al sur, se ha informado de colecciones aisladas en África (cuenca del Congo,[42]Nigeria,[43]Sierra Leona[44]​ y Tanzania[45]​) y Asia Meridional (la India).[46]M. rotula es bastante común en la parte oriental de América del Norte.[10]

Aplicaciones[editar]

Se considera que M. rotula es incomestible,[9]​ pero no venenoso. El hongo no tiene olor distinguible, y su sabor es descrito como suave o amargo.[10]​ El micólogo Louis Krieger, escribiendo para National Geographic en la década de 1920, detalló que el hongo se utilizaba como ingrediente en las salsas gravy y, cuando se utilizaba para aderezar la carne de venado, «añade el toque salvaje apropiado de los bosques».[13]​ Los cuerpos fructificantes bioacumulan cadmio, pues en un estudio de la concentración de metales en 15 especies de hongos silvestres de la India reveló que M. rótula acumuló la mayor concentración de dicho metal.[46]

Una enzima peroxidasa conocida como «peroxigenasa aromática Marasmius rotula»[n. 3]​ (abreviado como POAMro, o MroAPO en inglés) está atrayendo el interés de investigadores para posibles aplicaciones en biocatálisis. La razón es que las enzimas que catalizan reacciones de transferencia de oxígeno son de muucha utilidad en la síntesis química ya que trabajan de forma selectiva y bajo condiciones ambientales. Las peroxidasas fúngicas pueden catalizar oxidaciones que son difíciles para la química orgánica, incluyendo las que implican sustratos aromáticos como anilina, 4-aminofenol, hidroquinona, resorcinol, catecol y paracetamol.[47]​ La enzima M. rotula es la primera peroxigenasa fúngica que puede producirse con rendimientos superiores; se mantiene estable en un amplio rango de pH y en una variedad de disolventes orgánicos.[48]​ Otro potencial que posee la enzima es su utilidad como biosensor para sustancias aromáticas en el análisis medioambiental y la seguimiento de drogas.[47]

Fuentes[editar]

Notas[editar]

  1. En micología, decurrente se refiere a las partes del hongo que se extienden hacia abajo. Se aplica con mayor frecuentemente al himenóforo (parte del basidiocarpo que lleva el himenio, como las láminas o «branquias» de un hongo o los «poros» de un hongo de repisa) cuando están muy unidos y se extienden por el estipe.
  2. Son hongos que viven sobre materia orgánica muerta, ya sea de origen vegetal, animal o incluso otros hongos.
  3. La peroxigenasa aromática (o inespecífica) es una proteína de tipo hemotiolato comparable al citocromo P450 en la capacidad de catalizar una variedad de reacciones P450 (de ahí «inespecífica»), pero solo forma una familia de proteínas de enzimas extracelulares (en la naturaleza solo ocurre en los hongos). Su catálisis enzimática se realiza en la siguiente reacción química:
    RH + H2O2 ROH + H2O

Referencias[editar]

  1. a b Gray, 1821, p. 622.
  2. a b Kuntze, 1898, p. 455.
  3. Velasco, JM; Martín, A; González, A (2011). «Los nombres comunes y vernáculos castellanos de las setas. Micoverna-I. Primera recopilación realizada a partir de literatura micológica e informantes». Boletín Micológico de FAMCAL (Madrid: Federación de Asociaciones Micológicas de Castilla y León) (6): 155-216. ISSN 1886-5984. Consultado el 21 de enero de 2015. 
  4. a b Bessette, Bessette y Fischer, 1997, pp. 201-202.
  5. a b McKnight y McKnight, 1987, p. 167.
  6. a b c d Jordan, 2004, p. 191.
  7. a b Berkeley, MJ; Curtis, MA (1869). «Fungi Cubenses (Hymenomycetes)». Botanical Journal of the Linnean Society (en inglés) (Londres: Linnean Society of London) 10 (45): 297, 280-392. ISSN 0024-4074. OCLC 712704919. doi:10.1111/j.1095-8339.1868.tb00529.x. 
  8. a b c d e Gilliam, 1976, pp. 122-127.
  9. a b c Roody, 2003, p. 158.
  10. a b c d e f Miller y Miller, 2006, p. 196.
  11. Wojewoda, Władysław (2003). Krytyczna lista wielkoowocnikowych grzybów podstawkowych Polski [Checklist of Polish Larger Basidiomycetes]. Biodiversity of Poland (en inglés) 7. Cracovia: W. Szafer Institute of Botany, Polish Academy of Sciences. ISBN 83-89648-09-1. OCLC 62368937. 
  12. Gilliam, 1976, p. 3.
  13. a b Krieger, LCC (mayo de 1920). «Common mushrooms of the United States». National Geographic (en inglés) (Washington D. C.: The National Geographic Society) 37 (5): 413-414. ISSN 0027-9358. OCLC 5203215. 
  14. Scopoli, 1772, p. 456.
  15. Fries, 1821, p. 136.
  16. Fries, 1838, p. 385.
  17. Patouillard, 1887, p. 105.
  18. Kirk et al., 2008, pp. 8, 134.
  19. Withering, 1796, p. 148.
  20. Singer, R; Smith, AH (mayo-junio de 1946). «Proposals concerning the nomenclature of the gill fungi, including a list of proposed lectotypes and genera conservanda». Mycologia (en inglés) (Lawrence: New York Botanical Garden/Mycological Society of America) 38 (3): 240-299. ISSN 0027-5514. JSTOR 3755094. OCLC 677239634. PMID 20983184. doi:10.2307/3755094. 
  21. «Disposition of nomina generica conservanda for Fungi». Taxon (en inglés) (Utrecht: International Bureau for Plant Taxonomy and Nomenclature) 2 (2): 29-32. marzo de 1953. ISSN 0040-0262. JSTOR 1217581. OCLC 5553106900. 
  22. «Nomina generica conservanda». Taxon (en inglés) (Utrecht: International Bureau for Plant Taxonomy and Nomenclature) 3 (8): 233. noviembre de 1954. ISSN 0040-0262. OCLC 5552937398. doi:10.2307/1216603. 
  23. Gilliam, 1976, p. 112.
  24. Saccardo, 1887, p. 541.
  25. Schröter, 1885, p. 558.
  26. «Marasmius rotula var. phyllophila J. Schröt. 1889». MycoBank (en inglés). Utrecht: International Mycological Association. Consultado el 18 de junio de 2012. 
  27. Arora, 1986, p. 208.
  28. Smith, 2005, p. 155.
  29. a b c Kuo, M (noviembre de 2004). «Marasmius rotula». MushroomExpert.com (en inglés). Consultado el 15 de mayo de 2012. 
  30. Gilliam, 1976, p. 121.
  31. a b Roberts y Evans, 2011, p. 231.
  32. Healy et al., 2008, p. 143.
  33. Singer, R (1989). «New taxa and new combinations of Agaricales (diagnoses fungorum novorum agaricalium IV)». Fieldiana Botany (en latín e inglés) (Chicago: Field Museum of Natural History) (21): 51. OCLC 20444278. 
  34. Dennis, RWG (1951). «Some Agaricaceae of Trinidad and Venezuela. Leucosporae: Part 1». Transactions of the British Mycological Society (en inglés) (Londres: Sociedad Micológica Británica/Cambridge University Press) 34 (4): 411-480. ISSN 0007-1536. OCLC 4922903702. doi:10.1016/S0007-1536(51)80030-5. 
  35. Orr y Orr, 1979, p. 240.
  36. Kauffman, 1918, p. 78.
  37. a b Dix, NJ (1984). «Minimum water potentials for growth of some litter-decomposing agarics and other Basidiomycetes». Transactions of the British Mycological Society (en inglés) (Londres: Sociedad Micológica Británica/Cambridge University Press) 83 (1): 152-153. ISSN 0007-1536. OCLC 4922944154. doi:10.1016/S0007-1536(84)80257-0. 
  38. Koske, RE; Tessier, B (1986). «Growth of some wood and litter-decay Basidiomycetes at reduced water potential». Transactions of the British Mycological Society (en inglés) (Londres: Sociedad Micológica Británica/Cambridge University Press) 86 (1): 156-157. ISSN 0007-1536. OCLC 4922948021. doi:10.1016/S0007-1536(86)80129-2. 
  39. Schorger, AW (septiembre de 1946). «Nest of the Magnolia Warbler at Trout Lake, Wisconsin». The Wilson Bulletin (en inglés) (Lawrence: The Wilson Ornithological Society) 58 (3): 186. ISSN 0043-5643. JSTOR 4157507. OCLC 5554832265. 
  40. Roenneber, T; Merrow, M (2001). «Seasonality and photoperiodism in fungi». Journal of Biological Rhythms (en inglés) (Thousand Oaks: Society for Research on Biological Rhythms/Sage Publications) 16 (4): 403-414. ISSN 0748-7304. OCLC 121220839. PMID 11506384. doi:10.1177/074873001129001999. 
  41. a b Gilliam, MS (1975). «Periodicity of spore release in Marasmius rotula». Michigan Botanist (en inglés) (Ann Arbor: Michigan Botanical Club/University of Michigan) 14 (2): 83-90. ISSN 0026-203X. 
  42. Beeli, M; Goossens, M (enero de 1928). «Contribution a l'étude de la Flore mycologique du Congo. Champignons: Fungi Goossensiani: V». Bulletin de la Société Royale de Botanique de Belgique/Bulletin van de Koninklijke Belgische Botanische Vereniging (en francés) (Bruselas: SRBB/KBBBV) 60 (2): 153-174. ISSN 0037-9557. JSTOR 20791530. OCLC 5550424597. 
  43. Idu, M; Osemwegie, OO; Onyibe, HI (2008). «Checklist of flora in Edo State, Nigeria». Plant Archives (en inglés) (Muzaffarnagar: R.S. Yadav) 8 (2): 539-549. ISSN 0972-5210. 
  44. Beeli, M (junio de 1938). «Étude de la Flore Mycologique africaine Note sur des Basidiomycètes récoltés a Sierra Leone par F. C Deighton». Bulletin du Jardin botanique de l'État a Bruxelles (en francés) (Bruselas: Jardin botanique de l'Etat) 15 (1): 25-53. ISSN 0374-6313. JSTOR 3666575. OCLC 5550758773. 
  45. Vězda, A (diciembre de 1975). «Foliikole Flechten aus Tanzania (Ost-Afrika)». Folia Geobotanica & Phytotaxonomica (en alemán) (Praga: Československá Akademie Věd. Botanický Ústav) 10 (4): 383-432. ISSN 0015-5551. JSTOR 4179892. OCLC 5656582837. 
  46. a b Das, N (2005). «Determination of lead, arsenic, cadmium, iron, copper and nickel in wild mushroom samples from South West Bengal». Mushroom Research (en inglés) (Solan: Mushroom Society of India) 14 (2): 80-83. 
  47. a b Yarman, A; Gröbe, G; Neumann, B; Kinne, M; Gajovic-Eichelmann, N; Wollenberger, U; Hofrichter, M; Ullrich, R; Scheibner, K; Scheller, FW (enero de 2012). «The aromatic peroxygenase from Marasmius rotula—a new enzyme for biosensor applications». Analytical and Bioanalytical Chemistry (en inglés) (Heidelberg: Gesellschaft Deutscher Chemiker/Springer-Verlag, Société française de chimie, y la Sociedad Española de Química Analítica) 402 (1): 405-412. ISSN 1618-2642. OCLC 5659063863. PMID 22038589. doi:10.1007/s00216-011-5497-y. 
  48. Gröbe, G; Ullrich, R; Pecyna, MJ; Kapturska, D; Friedrich, S; Hofrichter, M; Scheibner, K (2011). «High-yield production of aromatic peroxygenase by the agaric fungus Marasmius rotula». AMB Express (en inglés) (Heidelberg: Springer-Verlag) 1 (1): 31. ISSN 2191-0855. OCLC 761091964. PMC 3214178. PMID 21988939. doi:10.1186/2191-0855-1-31. 

Bibliografía consultada[editar]

Enlaces externos[editar]