Luciferina (molécula)

De Wikipedia, la enciclopedia libre
Saltar a: navegación, búsqueda
Un lampírido del grupo Lampyris noctiluca. Gracias a una reacción bioquímica con luciferinas específicas de la especie obtiene luz.

Las luciferinas son diferentes productos naturales, que en diferentes organismos bioluminiscentes se utilizan para la obtención de luz. Mediante la actividad catalítica de la enzima luciferasa correspondiente reacciona con oxígeno (oxidación). Por el cambio, la mayoría de los grupos funcionales removidos de la luciferina, liberan energía en forma de luz. Tanto como la luciferina como las luciferasas son taxón específica, es decir característico de cada especie.

Historia[editar]

Al comienzo del siglo XVIII René Réaumur observó, que el polvo seco y molido de organismos bioluminiscentes brillaba al ponerles agua. Las primeras investigaciones sobre el sistema de luciferina-luciferasa se le atribuyen al francés Raphaël Dubois. Él descubrió mediante el trabajo con Luciérnagas en 1885 y con el bivalvo Pholas_dactylus en 1887, que en el fenómeno de la Bioluminiscencia existían un par de sustancias; una de ellas se consumía en presencia de la otra que actuaba como catalizador y cuya consecuencia era la emisión de luz por parte de algunos organismos. Dicha sustancia que se consumía se denominó luciferina, la cual no se destruye por el calor. El otro componente lábil al calor, descrito por Dubois se denominó luciferasa. Hoy en día, la luciferasa es la enzima que convierte la luciferina en asociado reducido.[1]

Las siguientes investigaciones fueron realizadas por el estadounidense Edmund_Newton_Harvey a principio del Siglo_XX.[2] Él encontró que hay una especificidad del sistema luciferina-luciferasa para las diferentes especies. Así luciferinas de una especie no puede ser producida por otra especie.Por último, cualquier sistema bioluminiscente requiere oxígeno, lo que ya había sido observado por Robert_Boyle en el siglo XIX.

Propiedades[editar]

Al parecer los sistemas bioluminiscentes no guardan relación evolutiva entre ellos, es decir no son homólogos. Dicho proceso se presentan en unos 17 grupos de insectos diferentes y en por lo menos unas 700 especies adicionales en su gran mayoría marinas.[3] Se han desarrollado una gran cantidad de estudios filogenéticos de los sistemas luciferina-luciferasa, y se han hallado más 30 orígenes independientes.[4]

Definición[editar]

La definición clásica habla de que el complejo luciferasa-luciferina es el que proporciona la luz. La luciferasa mediante utilización de oxígeno, modifica a la luciferina, en algunos casos se hace uso de cofactores como ATP o iones. La luciferina oxidada pasa a un estado de transición I y después alcanza frecuentemente una descarboxilación y muchos pasos intermedios hasta un sustrato P* activos eléctricamente. Este se descompone rápidamente (pocos nanosegundos) en su sustrato base P y emite durante este proceso fotones. Normalmente son las luciferinas modificadas también fluoróforos, ya que con irradiarlos con luz pueden pasar a un estad activado.

La luciferina (L) se modifica mediante utilización de oxígeno por las luciferasas, ahí se forma un intermediario I y por último en un sustrato activo eléctricamente P*. Después de un corto tiempo de vida se emiten fotones y el sutrato base P se alcanza.

Principios[editar]

Para pasar al sustrato activado P*, se requiere bioquímicamente de mucha energía. La emisión de fotones con una longitud de onda de 500nm (verde, energía de aproximadamente 2 eV/fotón) se utiliza 250 kJ/mol- en comparación: la hidrólisis de ATP a ADP +P libera 30kJ/mol. Además sólo se puede liberar energía en un paso.

El principio más recurrente es la creación de un tetra anillo de dioxetano, como por ejemplo dioxetano (α-peroxilactona). Después de una exitosa descarboxilación se genera el sustrato activado.

Un dioxetano es inestable y se descompone por separación de CO2. Esto da origen a una cetona en estado activado.

En algunos casos la fluorescencia no actúa como se espera, por ejemplo en estudios in vitro (en tubos de ensayo). Para ello existen muchas causas. Así se emiten en el complejo enzima-luciferina durante la oxidación diferencias que las luciferinas libres al estímulo de la luz. A veces la energía se traslada a un segundo fluoróforo, como sucede por ejemplo con la aequorina a GFP en Aequorea victoria.

Eficiencia cuántica Q[editar]

Si la transformación de una luciferina por su luciferasa correspondiente es eficiente, se determina por el así denominado eficiencia cuántica Q. Se le define como el número de cuantos de luz emitidos por molécula transformada de luciferina.[5] Debido a la definición el punto máximo es Q=1, esto quisiera decir, que por cada molécula transformada de luciferina un cuanto de luz se liberaría. La mayor eficiencia cuántica que se ha comprobado es la de la luciérnaga Photinus pyralis con Q=0.41.

Tipos de Luciferina[editar]

Los sistemas luciferina-luciferasa vienen en muchos tipos. Hay cuatro clases principales de éstos, en los cuales la transformación de la luciferina por la luciferas pasa a un estado activado electrónicamente y así se vuelva un proporcionador de luz.

La luciferina de las luciérnagas, un benzotiazol[editar]

Un gusano que brilla de la especie Lampyris noctiluca
Photinus pyralis en vuelo

Los insectos bioluminiscentes se encuentran en los cuatro ordenes Collembola, Hemiptera, Coleoptera y Diptera presentes. Aunque sólo se investigan de los dos últimos para sistemas de bioluminiscencia. En coleoptera (escarabajos) se encuentran representantes que emiten luz de las familias: phengodidae, elateridae (elatéridos) así como Lampyridae (lampíridos).[6]

La luciérnaga photinus pyralis pertenece a la familia de lampyridae. Fue utilizada en los estudios de Dubois sobre el complejo Luciferina-Luciferasa (comparar arriba). Los primeros estudios científicos de reacciones de bioluminiscencia serealizaron en 1917 por Harvey. A parte este sistema de luciferina-luciferasa es el más estudiado.

Reacción de bioluminiscencia[editar]

Fórmula estructural de la D-Luciferin de la luciérnaga Photinus pyralis. Se le acorta como LH2

Para la reacción se transforma gracias a la luciferasa el sustrato D-Luciferina (LH2), un benzotiazol, bajo consumo de oxígeno. Los trabajos de William D. McErloy a finales de 1940's enseñaron, que para la reacción se utilizaban como cofactores ATP y iones de magnesio:[6]

\mathrm{LH_2 + O_2 + ATP \xrightarrow[Mg^{2+}]{Luciferase} \ oxy\text{-}L + CO_2 + AMP + PP_i + h\nu}

En comparación a las luciferinas de otros sistemas, la lucferina de las luciérnagas es una unión relativamente estable. El punto de fusión es de 205-210 ºC. Su absortividad es de 328nm y es ε = 18.200 M−1·cm−1. La luciferina fluoresce y tiene un máximo de emisión en λmax = 537 nm.

La luciferasa (EC 1.13.12.7) de la luciérnaga tiene un peso molecular de ca. 60-62 kDa, en la P.pyralis exacto en 61kDa, y está conformada por 550 aminoácidos. Catalisa la descarboxilación oxidativa de la luciferina a oxiluciferina (oxi-L, ver en esquema). La reacción corre en los peroxisomas de las células del órgano lumínico.[7] La estructura de la luciferasa de P. pyralis se presentó por primera vez en 1956 con una resolución de 200 pm. Para el análisis se necesitaron grandes cantidades de luciérnagas que obtuvieron por niños, que por cada exemplar se les pagaba un centavo.

SIn sustrato unido las luciferasas están en una conformación abierta; una región con un aminoácido grande N-terminal y uno pequeño C-terminal forman un profundo surco. Con unión a sustrato se produce un cambio conformacional para cerrar el surco.[8] A mediados de 1980 se pudo de manera exitosa introducir la luciferasa en el genoma de la bacteria E. coli y expresarse. Las luciferasas de la familia lampyridae son están conformadas de manera similar entres si. Las diferencias determinan el color de la luz emitida.[9] [10] DE acuerdo a la especie el máximo de emisión λmax de la luz liberada está entre 530 nm (verde) y 635 nm (roja).

La reacción corre in vitro de manera óptima en un pH de 7.8 y a una temperatura entre 23-25 ºC. In vivo el color de la luz emitida es amarillo-verde hasta amarillo (552-582 nm). En el laboratorio la reacción puede tener un rango muy amplio de coloración. En medio ácido la luz toma un color rojo (615 nm), en medio neutro amarrillo-verde.

Mecanismo de reacción[editar]

Mecanismo de reacción de la luciferina

El mecanismo de reacción específico es conocido. Mediante ATP ocurre una adenilicación del grupo carboxilo de la D-Luciferina, donde el pirofosfato se libera (1, en el esquema). Gracias a esta activación se puede extraer el protón del carbono C4, y se forma un carbanión (2). Por ello se puede oxigenar la luciferina en el carbono C4 y se forma un peróxido orgánico lineal(3). Este forma bajo ruptura de AMP un anillo de dioxetano (4). Por descarboxilación se forma la oxiluciferina, que se puede presentar como monoanión (forma cetónica, 5) o como dianión (forma de enol). En ambos casos la oxiluciferina se encuentra en un estado activado. Se descompone liberando fotones (luz roja o luz amarilla-verde) volviendo a su estado base. La oxiluciferina no se ha aislado de forma pura debido a su inestabilidad extrema.

El mecanismo de reacción con la formación de dioxietano fue estipulado a finales de 1970 gracias a los trabajos de Shimomura.[11] Utilizó isótopos marcados de 18O en la reacción (H218O específicamente 18O2). Los resultados de estos trabajos derribaron la hipótesis de que la oxiluciferina se formaba del rompimiento de enlaces lineales.[12] [13] De ser así, el dióxido de carbono liberado contendría un átomo de oxígeno proveniente del agua. En realidad viene del oxígeno.

La eficacia luminosa de esta reacción es alta, ya que la eficacia cuántica Q en un pH de 8.5 está en 0.41.[14]

Síntesis[editar]

Dos mecanismos propuestos para la regeneración de D-luciferina a partir de oxiluciferina, basados... Abreviaciones: LH2 Luciferina; HS-CoA Coenzima A; 2C6HB 2-Ciano-6-hidroxibenzotiazol; L oxiluciferina; Cys Cisteína; TGA ácido tioglicólico.

Cómo se sintetiza la luciferina en los insectos o sus simbiontes microbióticos no está muy claro. Se sabe que que la D-luciferina no se toma de forma directa en los escarabajos (los escarabajos hembra del género Photuris, se comen a los machos del género Photinus).[15]

En la literatura se discute de dos caminos metabólicos para su síntesis:

  • Una posibilidad está en que después de la reacción lumínica la oxiluciferina se recicla a luciferina. El paso clave es que a la oxiluciferina se le transforma en 2-ciano-6-hidroxibenzotiazol (2C6HB), por la enzima regeneradora de luciferina (LRE).,[16] por ejemplo en Photinus pyralis, se catalisa: 2C6HB se condensa con D-cisteína a D-luciferina. Esta reacción de condensación también se utiliza en la síntesis de luciferina (ver esquema camino de la derecha). Una ruta alternativa sobre la 2C6HB está en que la L-cisteína forma L-luciferina. Acto seguido de pasos intermedios que llegan a D-luciferina (ver esquema camino izquierdo).[17]
Las dos opciones de caminos de biosíntesis sobre 2C6HB todavía tienen problemas:
Así no se sobreproduce la enzima regeneradora de luciferina en los órganos productores de luz de los escarabajos. Ya que la oxiluciferina en soluciones acuosas es inestable, se esperaría que ahí, la LRE estuviera en gran cantidad. Además puede ser que el tan reactivo 2C6HB no solo reaccionar con cisteína sino con muchos otros metabolitos. No se tiene claro, de donde está el origen de la D-cisteína y como se podría discriminar entre la L-cisteína y la D-cisteína. La L-cisteína reacciona con 2C6HB produciendo L-luciferina, que puede ser tomada por la luciferasa pero inhibe la reacción lumínica.[18] Por otro lado la enzima no podría verificar si la isomerización se catalizó.
Por ello no se tiene en claro como los escarabajos (o simbiontes) podrían sintetizar el benzotiazoleno.
Ruta biosintética propuesta para la luciferina de L. lateralis. El paradero del primer átomo de carbono de la primera L-cisteína construido está en color.
  • En la luciérnaga Luciola lateralis endémica de Japón se demostró por experimentos de marcado, que la luciferina en ejemplares adultos se sintetizaba a partir de hidroquinona específicamente 1,4-benzoquinona.[19] Una 1,4-benzoquinona se pega dos veces en la L-cisteína, así se genera la forma L o D de la luciferina. La isomerización de L a D se sigue estudiando. Ya que la 1,4-bezoquinona en grandes concentraciones es tóxica, se libera un poco antes de la síntesis. Aquí se hipotetiza por científicos que la arbutina glucósida se dispone como conexión de hidroquinona, que después se oxida a 1,4-benzoquinona.

Origenes evolutivos[editar]

La conformación predilecta del ácido araquidónico (arriba) y luciferina de las luciérnagas (abajo) presentan similitudes. Ambas pueden reaccionar con la Coenzyma A

Probablemente la reacción luciferina-luciferasa de las luciérnagas se originó de una función biológica totalmente diferente. Se sospecha que la molécula de luciferina tuvo lugar en caminos evolutivos posteriores y originó una reacción luminosa.[9] Para ello también habla que la luciferasa también condensa de manera eficiente a la coenzima A en la molécula de luciferina y así cumple la función de una clásica CoA-ligasa de ácidos grasos largos.[20] La luciferasa puede en esta relación también utilizar ácidos grasos como el ácido araquidónico, que comparte características estructurales con la luciferina.

Debido a esta actividad catalítica extra pudo ser la luciferasa primitiva una CoA-ligasa de ácidos grasos largos. Debido al surgimiento de la luciferina y la reacción lumínica que se produce con ella originó una ventaja selectiva: Con ello la reacción de adenilación con el paso el tiempo se cambió. Esta tesis se demostró en el tenebrio molitor que no es luminiscente. Este no tiene luciferina, pero sí CoA-ligasa de ácido grasos largos. Es interesante que al darle luciferina también se puede observar una reacción lumínica. Pero sin muchos conocimientos sobre la biosíntesis de la luciferina de las luciérnagas es difícil el análisis evolutivo.

Luminiscencia de otros insectos[editar]

Bioluminiscencia de Arachnocampa luminosa en una cueva de Nueva Zelanda.

También en insectos con luminiscencia de las otras familias Phenogodidae y Elateridae se presenta la luciferina de las luciérnagas.[6] Así los sistemas de bioluminiscencia de los Phenogodidae (por ejemplo Phrixothrix, en inglés „railroad worm") los Elateridae (por ejemplo el escarabajo click Pyrophorus noctilucus) con los de las luciérnagas son idénticos. En los primeros sólo las larvas presentan bioluminiscencia, los ejemplares adultos no.

Por el contrario los Diptera (Arachnocampa o Orfelia) no tienen ninguna característica igual a la luciferina de las luciérnagas. Las de la larva norteamericana de la familia mycetophilidae emanan luz azul (λmax = 460 nm), generada en el insecto. Estos viven por ejemplo en las cuevas de Waitomo.

Dehidroluciferina[editar]

Se vio in vitro que la D-Luciferina adenilada (D-LH2·AMP) pegada a una enzima puede hacerse reaccionar en una reacción. Aquí reacciona sin luz con oxígeno a peróxido de hidrógeno y dehidroluciferina (L·AMP). Al final se libera de la luciferasa pirofosfato generando ATP.

La L·AMP es un potencial inhibidor de la luciferasa. Si la generación de dehidroluciferina también se presenta bajo condiciones fisiológicas, no se sabe. Por lo menos se puede rápidamente cambiar el peróxido dañino en los peroxisomas.[21]

Tetrapirrol, la luciferina de los dinoflagelados y Euphausiidae[editar]

La Luciferina en este grupo recae en la base química de un tetrapirrol lineal y abierto y que se encuentra en los dinoflagelados (Noctiluca, Gonyaulax, Pyrocystis). Los mares de ardora, los cuales antes de manera errónea se les categorizaba como fosforescentes, se debe gracias a estas algas microscópicas.[22] Las investigaciones del sistema lucifeina-luciferas comenzaron en los finales de 1950 en los dinoflagelados Lingulodinium polyedrum por J.Woodland y sus cooperadores.

La luciferina de los dinoflagelados (R= H). de los Euphausiidae (R = OH). Abajo se marca como componente F

Para las emisiones de luz están junto a la luciferina y sus correspondiente luciferasa (LCF) cerca de 135kDa de grande se necesita también las proteínas llamadas luciferina-porteínas de unión (LBP).[23] [24] Las LBD son un homodímero (75kDa). La luciferina de esta familia es extremadamente inestable en valores de pH menores a cuatro y grandes concentraciones de sal y oxígeno. Se pudo demostrar que las LBD en pH 8 se unen a la luciferina de los dinoflagelatos, pero no pudieron en pH de 6.3.[25] Con ello se debe de proteger al sustrato hasta la reacción, que se lleva a cabo en un pH óptimo de 6.3, especialmente es inactiva en pH alcalinos (pH 8).[26] Para la transformación de la luciferina con oxígeno se propuso que corre en muchos pasos intermedios por radicales.[22] La reacción se lleva a cabo en orgánulos especiales, llamados Scintillone.[27] Estos son en promedio 0.4 µm de grande y tienen principalmente luciferasa, luciferina y las proteínas de unión.[10] La luz en esta reacción se ve entre azul y verde (con punto máximo de exitación en λmax = 390 nm, y máximo de emisión cerca de λmax = 470 nm).[22] Como proporcionador de luz sirve un intermediario pegado a la enzima de la luciferina transformada.[10]

Reacción de bioluminiscencia de la luciferina de dinoflagelados. En la reacción llamada "lumínica" (abajo) se libera luz bajo oxidación (λmax ≈ 470 nm). Mediante la autooxidación se puede producir una "reacción sin luz" sin luciferasa (arriba), con la que no se emiten fotones.[28]
Bioluminiscencia de Euphausia superba, krill antártico.

Hoy en día no se tiene claro si la luciferina se deriva de la clorofila a por la relación que tiene con ella o se debe de construir paso a paso por muchos aminoácidos (glicinas y ácido glutámico).[29] Además es paradójico que en la reacción lumínica la oxi-luciferina resultante no es un fluoróforo.[28]

Componente F en el krill[editar]

Una luciferina con estructura casi idéntica se encontró en Euphausiidae (krill), por ejemplo en Meganyctiphanes norvegica o Euphausia pacifica. Ahí se les denomina como componente F, que se obtiene por su alimentación.[30] El mecanismo de reacción es como el de los dinoflagelados.

Flavina, una luciferina bacteriana[editar]

Luciferina bacteriana, de una flavín mononucléotida (riboflavina-5-fosfato) reducida.

Bacterias luminiscientes utilizan la flavín mononucleótido (FMNH2, también llamada riboflavina-5-fosfato) para una reacción que libera luz. Pueden ser terrestres (vibrio y xenorhabdus)[31] o marítimas (Beneckea, Vibrio). A parte son responsables de bioluminiscencia muchos peces de profundidad, ahí se encuentran como simbiontes en los fotóforos (photobacterium), que son órganos especiales. Todas las bacterias bioluminiscentes identificadas hasta ahora son Gram-negativas. La más conocida aliivibrio fischeri.

La investigación en bacterias bioluminiscentes tuvo grandes avances en 1950. Los investigadores Milton J. Cormier y Bernard L. Strehler descubrieron que para la reacción se requiere de cuatro factores: a lado de la FMNH2 está una luciferasa, oxígeno molecular y un aldehído de cadena larga de carbono saturada. El aldehído, hexadecanal denominado por su identificación química como factor de corteza de riñón, ya que fue aislado de la corteza de las glándulas suprarrenales de cerdo funciona. Para la reacción se pueden utilizar otros aldheídos como el decanal o el dodecanal. La siguiente tabla muestra una composición de 40g de bacteria aislada. Se presupone que principalmente se transforma tetradecanal.

Aldehído P. phosphoreum A. fischerii
Átomo 10 C (decanal) < 1 nmol < 1 nmol
Átomo 11C < 1 nmol < 1 nmol
Átomo 12C (dodecanal) 30 nmol 32 nmol
Átomo 13 C 6 nmol 2 nmol
Átomo 14 C (tetradecanal) 380 nmol 29 nmol
Átomo 15 C 6 nmol 6 nmol
Átomo 16 C (hexadecanal) 180 nmol 18 nmol
Átomo 17 C < 1 nmol 2 nmol
Átomo 18 C < 1 nmol < 1 nmol

La FMNH2 y el aldehído son transformados en dependencia de oxígeno en FMN y un ácido carboxílico, (comparar con esquema):

\mathrm{FMNH_2 + O_2 + R\text{-}CHO \longrightarrow FMN + H_2O + R\text{-}COOH + h\nu}

Esta reacción es catalizada por la luciferasa bacteriana, una mono-oxigenasa dependiente de flavina. Debido a que ésta oxida de forma simultánea el aldehído a ácido carboxílico, se trata de una oxidasa con función mixta. En todas estas bacterias es la luciferasa un heterodímero con 76±4 kDa. Se compone de una subunidad α y una β (40-42 kDa; 37-39 kDa, respectivamente), que por separadas casi no tienen actividad.[32] El sitio catalítico se encuentra probablemente en la subunidad α. La luciferasa es activa en un rango de pH de 6 a 8.5 (Photobacterium phosphorerum, V. fischeri) o 6 a 9.5 (Benecka harveyi), pero no en temperaturas sobre 30-35 ºC.[31] Una crsitalografía de Vibrio harveyi con resolución de 150 pm se llevó acabo.[33]

Transformación de luciferina bacteriana (FMNH2) bajo el uso de tetradecanal, en un aldehído de cadena larga. R: resto de D-ribosa, que en el átomo 5’-C está fosforilizado.

FMNH2 en soluciones libres es inestable y se oxida fácilmente. Sin embargo al estar unida a la enzima se mejora la estabilidad y por medio de oxígeno sufre en la posición C4a un ataque nucleofílico. con ello se genera 4a-peróxido orgánico, que está presente de manera inusualmente inestable.[31] Este reacciona con el aldehído a peroxihemiacetal, que se descompone a su vez en un ácido graso y 4a-hidroxiflavina. Por último se encuentra en un estado activado y liberando luz se descompone nuevamente en su estado base. Por ello es la 4a-hidroxiflavina el que proporciona la luz. En su estado base se le hidroliza a FMN.

Fotófero del pez de profundidad Photostomias guernei (atrás del ojo).

La reacción catalizada por luciferasa libera luz verdi-azul, que in vitro tiene un máximo de emisión de λmax = 490 nm. In vivo lo presentó en una longitud de onda de 472 hasta 545 nm. El motivo de ello recae en la transportación de la energía de excitación a la proteína fluorescente vía FRET.[31] Se identificaron dos clases de proteínas: proteína Lumazina (LumPs) fluorescente azul con lumazina como chromóforo (P. phosphoreum, P. fischeri). La segunda clase la conforman las proteínas fluorescentes amarillas (YFPs), que se presentan como chromóforo FMN o riboflavina (P. fischeri Stamm Y-1). Con las LumPs se alcanza el máximo de emisión entre 490nm y 476nm, en las YFPs entre 484nm hasta 534nm. Para la transferencia de energía vía FRET se necesita que en el complejo luciferina-luciferasa estén unidas proteínas fluorescentes. La eficiencia cuántica está entre 0.1-0.16.[31]

LA FMNH2 se gana mediante la riboflavinakinasa con uso de ATP de la riboflavina (vitamina B2). Después de la reacción se regenera la FMNH2 de la FMN por medio de la catálisis una flavinareductasa[34] bajo consumo de NAD(P)H. Debido a que la cantidad de aldehídos en la célula bacteriana (ver tabla de arriba) sólo alcanza para poca bioluminiscencia, se regeneran los aldehídos de manera continua.[31] Se ganan de vuelta de los ácidos grasos productos de la reacción, por el así llamado complejo ácido graso-reductasa[35] bajo consumo de ATP y NAD(P)H.

La reacción tiene un consumo energético alto, para a la regeneración de componentes se utilizan dos moléculas de NAD(P)H y una molécula de ATP. Para ello la reacción debe de ser controlada.[32] La flavinareductas tiene un mayor número de recambio que la luciferas. Con una actividad no controlada se produce demasiada FMNH2. Que por su rápida oxidación se usaría demasiado NAD(P)H. Esto acentúa el por qué de la regulación.

Gen-Lux[editar]

Todas las proteínas, que tienen alguna relación con la bioluminiscencia son codificadas por así llamado gen-lux. (latín lux: luz). Las subunidades de la luciferasa por los genes luxA y luxB, dónde el gen' luxB 'probablemente se originó de una duplicación del gen' luxA.'[28] Estos genes se lograron clonar de manaera exitosa como marcadores. LuxC,D y E codifican para el complejo ácido graso-reductasa.

Coelenteracina, el componente químico de muchas especies bioluminiscentes marinas[editar]

Estructura de la Coelenteracina.

Mediante el trabajo de Milton J. Cormier con la pennatulacea Renilla reniformis y de Frank H. Johnson en la medusa A. victoria se descubrió la luciferina coelentracina. Está presente en especies bioluminiscentes marinas, por ejemplo con integrantes de Cnidaria, Ctenophora, Mollusca, Arthropoda y Chordata.'''[36] [37] [38]

La coelenteracina no se descubrió en animales terrestres. En algunos casos está presente en organismos que no producen luz, pero en pequeñas cantidades como en Microcina prolifera, pero tampoco tiene luciferasa.

La coeleneteracina presenta una estructura básica de aminopiracina y como componente de las emisiones de luz como bona fide luciferina. Recurrentemente está unido como cromóforo en fotoproteínas como la aequorina, obelina o la simplectina. Sus derivados también son utilizados por múltiples organismos marinos.

Transformación general de una coelenteracina por su respectiva luciferasa a una coelenteramida.

La coelenteracina sin modificar no es estable en soluciones acuosas neutrales, se oxida fácilmente por el oxígeno del aire. En metanol es más estable, ahí brilla de forma amarilla (ε = 9800 M−1·cm−1, λmax = 435 nm). De manera generar reacciona con el aire a coelenteramidas. Aquí se presenta una descarboxilación y se forma el anión de una coelenteramida. Este también proporciona luz de color azul. Esta reacción puede ser catalizada (bioluminiscencia), pero puede originarse de manera espontánea (quimioluminiscencia). La reacción de bioluminiscencia se da como se muestra en la parte inferior.

Mecanismo de acción[editar]

Mecanismo de la bioluminiscencia de Aequorin.

En 1962 se aislo la fotoproteína aequorina de Aequorea victoria y con ello en 1974 se identificó a la coelenteracina como luciferina.[39] [40] Cómo corre el mecanismo del sistema luciferina-luciferasa con imidasolpriacininas, se demostró en el 2000 con A. victoria.[41] Aquí juega un papel muy importante la aequorina. Es una fotoproteína y se encuentra en el margen de la pantalla de la medusa. En ella se une la coelenteracina por un puente de peróxido con la parte protéica. Como resultado lleva la fotoproteína consigo al agente O2. En la forma unida a enzima la coelenteracina puede ser guardada por mucho tiempo. La aequorina tiene tres sitios de unión para iones de calcio. Cuando se unen los iones se cambia la conformación de la proteína de tal manera que que una reacción intramolecular se activa con la coelenteracina. Esta reacciona a una anillo de dioxetano insetable, que al liberar CO2 se forma el anión de coelenteramida. Después de relajación de la estructura base se liberan fotones con longitud de onda de λmax = 465 nm. Debido a esta luz azul se le conoces a esta proteína como( proteína azul fluorescente) (BFP).[42] La fotoproteína se regenerará de la coelenteracina y oxígeno molecular.

Sin embargo la Aequorea victoria no fluoresce, sino verde. Esto se debe a que la BFP transporta la energía de la reacción a una proteína verde fluorescente (GFP).

Luciferina-Watasenia[editar]

Parte inferior de W. scintillans.

El calamara bioluminiscente de profundidades marítimas Watasenia scintillans se describio por primera vez en 1905 (ahí todavía como Abraliopsis scintillans).[43] Presenta muchos fotóforos en el cuerpo, que brilan como estrellas azules. Para la reacción es necesaria una coelenteracina modificada. Ésta es un disulfato de coelenteracina y fue aislada en 1976 del calamar vivo.[44] Se le conoce como luciferina-Watasenia. En soluciones acuosas neutrales es inestable y lleva a la auto-oxidación (quimioluminiscencia), lo que es inducido por peróxido de hidrógeno y iones de hierro (II). En soluciones acuosas fluoresce de manera fuerte (λmax = 400 nm).[45]

La luciferina watasenia es transformada por una luciferasa membranal, que no se ha asilado y que libera su luz azul (λmax = 470 nm). La reacción tiene un pH óptimo de 8.8 y una temperatura óptima de 5ºC y utiliza oxígeno molecular, ATP, Mg2+.[46] La eficiencia cuántica es de 0.36. Para el mecanismo de acción se propuso que la luciferina por medio de ATP se adeniliza y así se puede unir la luciferasa. La reacción continúa hacia un anillo de dioxetanón y finalmente se forma el anión de coelenteramida.[45] Se genera luz entre 400 bis 580 nm (λmax = 470 nm).[47]

Luciferina-Vargula[editar]

Los crustáceos Ostracoda de la especieVargula hilgendorfii (también hasta 1962[48] señalados como Cypridina hilgendorfii) cortan un fluido luminiscente en el agua del mar cuando se sienten amenazados. Invesitgaciones bioquímicas sobre el sistema luciferina-luciferasa se condujeron a principios de siglo 20 por Harvey.

La luciferina, vargulina se asiló en 1957 y en 1966 se identificó como un componente de imidazolpiracina. Es soluble en agua, metanol y en soluciones alcohólicas. La vargulina tiene en soluciones neutrales un color amarillo y en metanol presenta un máximo de absorción en λmax = 432 nm con un coeficiente de extinción molar de ε = 9000  M−1·cm−1. En soluciones acuosas es fácil de fluorescer (máximo de excitación en λmax = 540 nm). Es muy inestable y se oxida por oxígeno del aire, pero también por plomo (IV). Por ello se puede enviar luz para que en medios orgánicos como diglime se produzca la quimioluminiscencia.

La luciferina de Vargula hilgendorfii está confromada por tripófano (A), una arginina (B) y así como unidades de isoleucina (C). En la literatura se propuso que en lugar de „Cipridina-Luciferina“ se le llamara „Cipridinida-Luciferin“ o „Vargula-Luciferina“[48]

En los curstáceos se transforma la vargulina por la luciferasa en coelenteramida, la oxiluciferina, donde luz azul se libera (λmax = 463 nm). La luciferasa es un monómero de 60-70 kDa de grande con 555amino ácidos. Contiene muchas cisteínas y es una proteína ácida (punto isolélectrioco de 4.35).

Etioluciferina, un producto de la hidrólisis de vargulina. De la cual no se obtiene luz.

En la reacción de bioluminiscencia la vargilina se une a la luciferasa y se oxigena en el átomo C2. Así se genera peroxidanión, que se cicla en un anillo de dioxetanón. Éste se descarboxila de manera espontánea y forma la coelenteramida, que se encuentra en un estado activado. Después de liberar fotones se descompone en la su forma base de oxiluciferina. El que proporciona la luz es la oxiluciferina unida a la luciferasa. La eficiencia cuántica es de Q=0.30.[49] Como reacción secundaria se forma de 10 a 15% de etiolucifeirina, de la cual no se genera luz.

En 1966 se sospechaba que la luciferina se conformaba de L-arginina, L-isoleucina y L-triptófano. Cada vez se tiene más evidencia de ello.[50] [51]

Dehidrocoelenteracina de Symplectoteuthis oualaniensis[editar]

Dehidrocelenteracina, que se utiliza en algunos calamares como luciferina.

El Symplectoteuthis oualaniensis (nombre japonés Tobi-ika) es un calamar ampliamente distribuido en los océanos pacífico e índico. Los primeros estudios sobre bioluminiscencia se abrieron en 1981.[52] El calamar establece dehidrocoelenteracina a traves de una fotoproteína especial, que se le conoce como "simplectina". Ahí está unida covalentemente sobre la cisteína como otras proteína chromófras (aequorina, obelina). Que por la descoposición emanan luz azul, se obtuvieron diferentes máximos de emisión (456 nm, 470 nm, 480 nm). Como en los casos anteriores la dehidrocoelenteracina unida se oxigena en el átomo C2, después de la reacción lumínica se genera coelenteramida y Apo-"simplectina". Finalmente se regenera a simplectina por la molécula dehidrocoelenteracina.

El calamar relacionado Symplectoteuthis luminosa (nombre japones Suji-ika) presenta también bioluminiscencia. Los componentes de mecanismo son iguales. Del hígado del calamar se pueden asilar grandes cantidades de dehidrocoelenteracina.

Sistemas luciferina-luciferasa no clásicos[editar]

La luciferina-Latia[editar]

En el caracol de agua dulce neocelandés (Latia neritoides) se presenta luciferina,[53] la cual es un aldehído terpenoide y se le llama luciferina-Latia.[54] [55] La luciferina es un fluído muy hidrofóbico, soluble en grasas e incoloro. Su máximo de absorción es de λmax = 207 nm, su coeficiente de extinsión molar es de bei 13,700 M−1.[56] Como es inestable puede hidrolisarse en aminoáciods y un aldehído. Sin embargo para la última reacción de bioluminiscencia no está activo. Si el grupo enol-formil es reemplazado por un grupo enol-eter, la luciferina no estaría activa.

La luciferina-Latia se catalisa a una cetona (oxy-luciferina) por una luciferasa (EC 1.14.99.21) de 173 kDa, incolora y no fluorescente.[57] Es un homohexámero, cuyas subunidades están cerca de 30 kDa.[56]

Para la reacción se utiliza junto con la luciferina, la luciferasa y oxígeno un cofactor, la proteína púrpura fluorescente.[54] [55] Esta brilla de color rojo aparenta ser una especie de activador para la reacción lumínica.[56] Para ello no es indispensable[57] ya que se le puede sustituir por ascorbato y NADH. También sin la proteína púrpura puede correr la reacción. Con la reacción se forma de por molécula de luciferina, agua y oxígeno una molécula oxidada de luciferina y dos moléculas de ácido fórmico:

\mathrm{Ln + O_2 + H_2O \longrightarrow ox\text{-}Ln + 2\ HCOOH + h\nu}

Con ello se libera luz, con máximo de emisión en λmax = 536 nm.[58] Por consiguiente la mucosidad del caracol, que por ejemplo es secretada por estimulos mecánicos, brilla con tono verde oscuro. La eficiencia de la reacción es muy pequeña ya que la eficiencia cuántica es Q=0.003 /25ºC) y 0.0068 (8ºC).[57] [56] Para elevarlos se le puede añadir a la reacción ascorbato (1mM) y NADH (0.25mM) para incrementarlo a 0.009 (25º). Aunque también se generan subproductos como lo estipula la ecuación siguiente:

\mathrm{Ln + 2\ O_2 + XH_2 \xrightarrow{NADH, Ascorbat} ox\text{-}Ln + HCOOH + CO_2 + X + H_2O + h\nu}

Si en la reacción se forma como intermediario el anillo de dioxetano todavía se discute. La oxy-luciferina que se genera no es un fluoróforo en comparación con la que se forma en las luciérnagas. Se sospecha que que en esta reacción energía libre se transfiere al emsisor real, una flavina unida a proteína o a un grupo parecido a la flavina.[57] [59]

La reacción de la luciferina de Latia neritoides. El componente reducido X así como el proporcionador de luz real de la reacción se desconocen.

Luciferina de Diplocardia longa[editar]

La luciferina del gusano Diplocardia longa es un aldehído simple, el N-isovaleril-3aminopropanal. Es soluble en soluciones polares (metanol, etanol, acetona, metilacetato), pero no en no polares como el hexano o cloruro de carbono (IV).[60] Lo particular de la reacción bioluminiscentes es que en lugar de oxígeno molecular se utiliza peróxido de hidrógeno. La luciferasa correspondiente es de 300kDa, la enzima fuertemente asimétrica es la forma activa, un auducto de peróxido. La luciferas utiliza seguramente cobre, se emana luz verdi-azul (λmax = 507 nm). No se sabe cual es el propósito de la bioluminiscencia en los guasnos de manera general.[61] [62] También aquí falta identificar al verdadero emanador de luz.

La eficiencia cuántica de la reacción es Q=0.002, bastante baja.[60]

Contrario a la mayoría de las luciferinas, la del gusano Diplocardia longa utiliza peróxido de hidrógeno para oxidarse y transformarse por la lucifersa, en presencia o no de oxígeno.

Luciferina de Fridericia heliota[editar]

Estructura de la luciferina de Fridericia heliota.

En Siberia se descubrió en un Oligochaeta, Fridericia heliota, 'un pequeño gusano de tierra (15mm de largo y 0.5 mm de ancho, 2mg de peso), una bioluminiscencia azul(λmax = 478 nm). [63] Esta ocurre por contacto o irritación mecánica en las células epidermales. El sistema luciferina-luciferasa es único, no reacciona como los otros sistemas conocidos. Para la reacción se necesita a parte de oxígeno, ATP y Mg2+.

Aplicaciones[editar]

Diagnóstico[editar]

Con la ayuda de los sistema luciferina-luciferasa de las luciérnagas puede probar la ausencia de ATP de manera rápida.[64] Esto se utiliza principal en la industria alimentaria, para detectar contaminaciones bacterianas.[65] Ya que el ATP sólo está presente en organismos vivos, que se pueden ver por bioluminiscnencia en los alimentos.

Debido a que la reacción de aequorina es dependiente de calico, se puede medir la concentración de calcio. Esto se utilizó por primera vez en 1967, para detectar con ayuda de aequorinas cambios en las concentraciones de calcio intracelulares de células musculares. Después de la clonación de aequorina en bacterias se pudo medir la concentración de calcio en la citosol bacteriano.[66] A parte es posible, clonar la aequorina en células eucarióntes.[67] Así se puede por ejemplo medir la concentración en el citosol de calcio en plantas transgénicas después de un contacto con la planta o después de un shock de frío.[68]

Técnica genética/biotecnología[editar]

Las luciferasas se utilizan en biología molecular como marcadores: organismos que obtuvieron el gen y que lo introdujeron en su genoma, brillan al administrarles luciferina. Así se puede comprobar si los genes que se querían introducir en los organismos sí lo hicieron. Así se une al gen de interés con uno que codifica para luciferasa. Así con un gen reportero se puede identificar regiones promotoras del genoma. De manera comercial se utilizan más el gen que codifica para la luciferasa de Photinus pyralis y para Renilla reniformis. Ambas enzimas vienen con el mismo enfoque de uso como ("Dual-luciferase-assay").[69] [70] [71]

A parte es posible por la reacción lumínica medir interacciones proteína-proteína, señales en procesos de transducción de señal y la actividad de receptores celulares.[21]

Para organismos modelo animales vivos (Bioimaging) se utiliza reporteros de luciferasa. En el campo de investigación oncológica con ayuda de marcadores se puede ver el crecimiento tumoral o seguir la creación de metástasis.[72] También se puede en animales vivos visualisar la expresión de proteína por los sistmas de luciferina-luciferasa.[73]

Literatura[editar]

  • Osamu Shimomura: Bioluminescence: Chemical Principles and Methods. Word Scientific Publishing Company 2006; ISBN 981-256-801-8.
  • T. Wilson and JW. Hastings (1998): Bioluminescence, in: Annu. Rev. Cell Dev., 14; 197–230; PMID 9891783.
  • Greer III., LF. und Szalay, AA. (2002): Imaging of light emission from the expression of luciferases in living cells and organisms: a review, in: Luminescence, 17, 43–74; PMID 11816060; doi 10.1002/bio.676.
  • K. Teranishi (2007): Luminescence of imidazo[1,2-a]pyrazin-3(7H)-one compounds, in: Bioorg Chem., 35(1); 82–111; PMID 17007903.
  • Thérèse Wilson und J. Woodland Hastings: Bioluminescence: Living Lights, Lights for Living. Harvard University Press. 2013; ISBN 978-0674067165

Referencias[editar]

  1. Harvey, EN. Bioluminescence. Academic, New York 1952.
  2. Hastings, JW. Bioluminescence. (N. Sperelakis, ed.)., in: Cell Physiology, Dritte Edition, Academic Press, NY., 1115–1131.
  3. Herring PJ. (1987): Systematic distribution of bioluminescence in living organisms, in: J Biolumin Chemilumin, 1 (3); 147–163; PMID 3503524.
  4. E. H. White et al.: The chemi- and bioluminescence of firefly luciferin: an efficient chemical production of electronically excited states. In: Bioorg. Chem. Bd. 1, Nr. 1–2, 1971, S. 92–122, doi 10.1016/0045-2068(71)90009-5.
  5. a b c Osamu Shimomura, S. 1ff.
  6. Keller, GA. et al. (1987): Firefly luciferase is targeted to peroxisomes in mammalian cells, in: Proc Natl Acad Sci USA, 84 (10): 3264–3268; PMID 3554235; PMC 304849.
  7. Fraga, H. (2008): Firefly luminescence: a historical perspective and recent developments. In: Photochem Photobiol Sci. 7(2); 146–158; PMID 18264582; doi 10.1039/b719181b.
  8. a b Day, JC. et al. (2004): Evolution of beetle bioluminescence: the origin of beetle luciferin. In: Luminescence, 19(1); 8–20; PMID 14981641; doi 10.1002/bio.749.
  9. a b c Hastings JW. (1996): Chemistries and colors of bioluminescent reactions: a review. In: Gene, 173(1 Spec No); 5–11; PMID 8707056; doi 10.1016/0378-1119(95)00676-1.
  10. Shimomura, O. et al. (1977): Source of oxygen in the CO2 produced in the bioluminescent oxidation of firefly luciferin. In: Proc Natl Acad Sci USA, 74(7); 2799–2802; PMID 16592418; PMC 431296.
  11. DeLuca, M. und Dempsey, ME. (1970): Mechanism of oxidation in firefly luminescence. In: Biochem Biophys Res Commun, 40(1); 117–122; PMID 5456946; doi 10.1016/0006-291X(70)91054-5.
  12. Tsuji, FI. et al. (1977): Mechanism of the enzyme-catalyzed oxidation of Cypridina and firefly luciferins studied by means of 17O2 and H218O. In: Biochem Biophys Res Commun, 74(2); 606–613; PMID 836314; doi 10.1016/0006-291X(77)90346-1.
  13. Ando, Y. et al. (2008): Firefly bioluminescence quantum yield and colour change by pH-sensitive green emission, in: Nat. Photonics 2; 44–47; doi 10.1038/nphoton.2007.251.
  14. Eisner T. et al. (1997): Firefly»femmes fatales« acquire defensive steroids (lucibufagins) from their firefly prey, in: Proc Natl Acad Sci USA, 94 (18), 9723–9728; PMID 9275191; PMC 23257.
  15. Gomi K. und Kajiyama N. (2001): Oxyluciferin, a luminescence product of firefly luciferase, is enzymatically regenerated into luciferin, in: J Biol Chem, 276 (39); 36508–36513; PMID 11457857; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  16. Niwa, K. et al. (2006): Stereoisomeric bio-inversion key to biosynthesis of firefly D-luciferin, in: FEBS Lett, 580 (22); 5283–5287; PMID 16979628; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  17. Lembert N. (1996): Firefly luciferase can use L-luciferin to produce light, in: Biochem J, 317 (Pt 1); 273–277; PMID 8694774; PMC 1217473.
  18. Oba Y. et al. (2013): Biosynthesis of Firefly Luciferin in Adult Lantern: Decarboxylation of L-Cysteine is a Key Step for Benzothiazole Ring Formation in Firefly Luciferin Synthesis. In: PLoS ONE 8(12): PMC 3877152; PMID 24391868
  19. Oba, Y. et al. (2003): Firefly luciferase is a bifunctional enzyme: ATP-dependent monooxygenase and a long chain fatty acyl-CoA synthetase. In: FEBS Lett, 540(1–3); 251–254; PMID 12681517; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  20. a b Marques, SM. und Esteves, da Silva JC. (2009): Firefly bioluminescence: a mechanistic approach of luciferase catalyzed reactions. In: IUBMB Life, 61(1):6–17; PMID 18949818; doi 10.1002/iub.134.
  21. a b c Osamu Shimomura, S. 249ff.
  22. Morse, D. und Mittag, M. (2000): Dinoflagellate luciferin-binding protein, in: Methods Enzymol, 305, 258–276; PMID 10812606.
  23. Morse, D. et al. (1989): Role of a luciferin-binding protein in the circadian bioluminescent reaction of Gonyaulax polyedra, in: J Biol Chem, 264 (20), 11822–11826; PMID 2745419; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  24. Fogel, M. und Hastings, JW. (1971): A substrate-binding protein in the Gonyaulax bioluminescence reaction, in: Arch Biochem Biophys, 142(1): 310–321; PMID 5545485.
  25. Schultz, LW. et al. (2005): Crystal structure of a pH-regulated luciferase catalyzing the bioluminescent oxidation of an open tetrapyrrole, in: Proc Natl Acad Sci USA, 102(5): 1378–1383; PMID 15665092; PDF (freier Volltextzugriff, engl.).
  26. Fogel M und Hastings JW. (1972): Bioluminescence: mechanism and mode of control of scintillon activity, in: Proc Natl Acad Sci USA, 69(3):690–369; PMID 4501583; PMC 426536.
  27. a b c T. Wilson and JW. Hastings (1998): Bioluminscence, in: Annu. Rev. Cell Dev., 14; 197–230; PMID 9891783.
  28. Wu, C. et al. (2003): Tracer studies on dinoflagellate luciferin with [15N]-glycine and [15N]-l-glutamic acid in the dinoflagellate Pyrocystis lunula, in: Tetrahedron Letters, 44(6); 1263–1266; doi 10.1016/S0040-4039(02)02815-0.
  29. Greer III., LF. und Szalay, AA. (2002): Imaging of light emission from the expression of luciferases in living cells and organisms: a review, in: Luminescence, 17, 43–74; PMID 11816060; doi 10.1002/bio.676.
  30. a b c d e f Osamu Shimomura, S. 30ff.
  31. a b Tu, SC. (2008): Activity coupling and complex formation between bacterial luciferase and flavin reductases. In: Photochem Photobiol Sci, 7(2); 183–188; PMID 18264585; doi 10.1039/b713462b
  32. Fisher, AJ. et al. (1996): The 1.5-A resolution crystal structure of bacterial luciferase in low salt conditions. In: J Biol Chem, 271(36); 21956–21968; PMID 8703001; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  33. Duane, W. und Hastings, JW. (1975): Flavin mononucleotide reductase of luminous bacteria, in: Mol Cell Biochem. 6(1); 53–64; PMID 47604.
  34. Rodriguez A. et al. (1983): Purification of the acyl coenzyme A reductase component from a complex responsible for the reduction of fatty acids in bioluminescent bacteria. Properties and acyltransferase activity, in: J Biol Chem, 258(8); 5233–5237; PMID 6833298; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  35. Shimomura, O. et al. (1980): Widespread occurrence of coelenterazine in marine bioluminescence, in: Comp. Biochem. Physiol., 65B, 435–437(doi 10.1016/0305-0491(80)90044-9).
  36. Campbell, AK. und Herring, PJ. (1990): Imidazolopyrazine bioluminescence in copepods and other marine organisms, in: Mar. Biol. 104(2); 219–225; doi 10.1007/BF01313261.
  37. Shimomura, O. (1987): Presence of coelenterazine in non-bioluminescent marine organisms, in: Comp Biochem Physiol, 86B (1987); 361–363 (doi 10.1016/0305-0491(87)90306-3).
  38. Shimomura, O. et al. (1963): Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea, in: J Cell Comp Physiol, 59; 223–239; PMID 13911999.
  39. Shimomura, O. et al. (1974): Mechanism of the luminescent intramolecular reaction of aequorin, in: Biochemistry, 13(16); 3278–3286; PMID 4152180.
  40. Head JF. et al. (2000): The crystal structure of the photoprotein aequorin at 2.3 Å resolution, in: Nature, 405 (6784); 291–293; PMID 10830969; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  41. Shimomura, O. und Johnson, FH. (1970): Calcium binding, quantum yield, and emitting molecule in aequorin bioluminescence, in: Nature, 227 (5265); 1356–1357; PMID 4393938.
  42. S. Watasé (1905): The luminous organ of firefly squid, in: Dobutsugaku Zasshi, 17, 119–123 (Jap.)
  43. Inoue, S. et al. (1976): Squid bioluminescence III. Isolation and structure of Watasenia luciferin. In: Tetrahedron Lett, 17(34); 2971–2972; doi 10.1016/S0040-4039(01)85503-9.
  44. a b Osamu Shimomura, S. 200ff.
  45. Teranishi, K. und Shimomura, O. (2008): Bioluminescence of the arm light organs of the luminous squid Watasenia scintillans.. In: Biochim Biophys Acta 1780(5); 784–792; PMID 18294462; doi 10.1016/j.bbagen.2008.01.016
  46. Tsuji FI. (2005): Role of molecular oxygen in the bioluminescence of the firefly squid, Watasenia scintillans, in: Biochem Biophys Res Commun, 338(1): 250–253; PMID 16165097.
  47. a b Morin, JG. (2011): Based on a review of the data, use of the term 'cypridinid' solves the Cypridina/Vargula dilemma for naming the constituents of the luminescent system of ostracods in the family Cypridinidae. In: Luminescence 26(1); 1–4; PMID 19862683; doi 10.1002/bio.1178
  48. Johnson, FH. und Shimomura, O. (1972): Enzymatic and nonenzymatic bioluminescence, in: Photophysiology, (7); 275–334; PMID 4376836.
  49. Kato, S. et al. (2004): Identification of the biosynthetic units of Cypridina luciferin in Cypridina (Vargula) hilgendorfii by LC/ESI-TOF-MS, in: Tetrahedron 60(50); 11427–11434; doi 10.1016/j.tet.2004.09.080.
  50. Kato S. et al. (2006): Stereoselective incorporation of isoleucine into Cypridina luciferin in Cypridina hilgendorfii (Vargula hilgendorfii), in: Biosci Biotechnol Biochem, 70(6); 1528–1532; PMID 16794342; doi 10.1271/bbb.60066; PDF (freier Volltextzugriff, engl.).
  51. Tsuji, FI. und Leisman, GB. (1981): K/Na-triggered bioluminescence in the oceanic squid Symplectoteuthis oualaniensis. In: Proc Natl Acad Sci USA, 78(11); 6719–6723; PMID 16593119; PMC 349121.
  52. Plantilla:PubChem (Latia-Luciferin).
  53. a b Shimomura, O. und Johnson, FH. (1968): The structure of Latia luciferin, in: Biochemistry 7(5): 1734–1738; PMID 5650377.
  54. a b Shimomura, O. et al. (1972): Reactions Involved in Bioluminescence Systems of Limpet (Latia neritoides) and Luminous Bacteria, in: Proc Natl Acad Sci USA, 69 (8), 2086–2089; PMID 4506078; PMC 426874.
  55. a b c d Osamu Shimomura, S. 182ff.
  56. a b c d Ohmiya, Y. et al. (2005): Bioluminescence in the Limpet-Like Snail, Latia neritoides, in: Bull. Chem. Soc. Jpn., 78 (7); 1197–1205; doi 10.1246/bcsj.78.1197.
  57. Nakamura, M. et al. (2004): Synthesis of Latia luciferin benzoate analogues and their bioluminescent activity, in: Tetrahedron Letters, 45 (10), 2203–2205, doi 10.1016/j.tetlet.2004.01.027.
  58. Vadim R. Viviani: The Biological and Biochemical Diversity of Terrestrial Bioluminescence.
  59. a b Osamu Shimomura, S. 238ff.
  60. Rudie, NG. et al. (1976): Purification and properties of luciferin from the bioluminescent earthworm, Diplocardia longa, in: Photochem Photobiol, 23 (1): 71–75; PMID 1265130.
  61. Rudie, NG. et al. (1981): Earthworm bioluminescence: characterization of high specific activity Diplocardia longa luciferase and the reaction it catalyzes, in: Biochemistry, 20 (2): 344–350; PMID 6258637.
  62. Petushkov, VN. et al. (2014): A novel type of luciferin from the Siberian luminous earthworm Fridericia heliota: structure elucidation by spectral studies and total synthesis. In: Angew Chem Int Ed Engl. 53(22); 5566–5568; PMID 24737705; doi 10.1002/anie.201400529
  63. Neufeld HA. et al. (1975): A rapid method for determining ATP by the firefly luciferin-luciferase system, in: Experientia, 31 (3), 391–392; PMID 1116561.
  64. Hawronskyj, J.-M. und Holah, J. (1997): ATP: a universal hygiene monitor. In: Trends Food Sci. Tech., 8; 79–84; doi 10.1016/S0924-2244(97)01009-1.
  65. Knight, MR. et al. (1991): Recombinant aequorin as a probe for cytosolic free Ca2+ in Escherichia coli, in: FEBS Lett., 282 (2); 405–408; PMID 2037058; PDF (freier Volltextzugriff, engl.)
  66. Kendall, JM et al. (1992): Targeting aequorin to the endoplasmic reticulum of living cells., in: Biochem. Biophys. Res. Commun., 189 (2); 1008–1016; PMID 1472014.
  67. Knight, MR. et al. (1991): Transgenic plant aequorin reports the effects of touch and cold-shock and elicitors on cytoplasmic calcium, in: Nature, 352(6335); 524–526; PMID 1865907.
  68. Hampf M, Gossen M: A protocol for combined Photinus and Renilla luciferase quantification compatible with protein assays. Anal Biochem. 2006 Sep 1;356(1):94–99, PMID 16750160.
  69. pjk-gmbh.com: Reportergene Assays.
  70. promega.de: Dual Luciferase Reporter Assay System.
  71. Lim, E. et al. (2009): In vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using IVIS spectrum. In: J Vis Exp, 26. pii: 1210. PMID 19404236; doi 10.3791/1210; mit Video (engl).
  72. O’Connell-Rodwell, CE. et al. (2008): In vivo analysis of heat-shock-protein-70 induction following pulsed laser irradiation in a transgenic reporter mouse. In: J Biomed Opt. 13(3); 030501; PMID 18601518; PDF (freier Volltextzugriff, engl.).

Enlaces externos[editar]

Video[editar]